Tom 64 2015 Numer 1 (306) Strony 31–45

Michał Bijak, Michał Błażej Ponczek, Paweł Nowak

Katedra Biochemii Ogólne Wydział Biologii i Ochrony Środowiska Uniwersytet Łódzki Pomorska 141/143, 90-236 Łódź E-mail: [email protected]

PROTEAZY SERYNOWE I ICH KLASYFIKACJA WEDŁUG SYSTEMU MEROPS*

WPROWADZENIE

Enzymy proteolityczne (EC 3.4), inaczej wiązania peptydowego tworząc produkt po- nazywane także proteazami, proteinazami lub średni reakcji, tzw. acylo-enzym (Hedstrom peptydazami, są to enzymy należące do klasy 2002). Peptydazy serynowe są białkami sze- hydrolaz, które posiadają zdolność do hydro- roko rozpowszechnionymi w przyrodzie i litycznego rozkładu wiązania peptydowego, występują we wszystkich królestwach orga- czyli proteolizy. Enzymy te zostały zidentyfi- nizmów komórkowych, a także obecność za- kowane zarówno w organizmach prokario- kodowanej dla nich informacji stwierdza się tycznych jak i eukariotycznych. Wykazano, w wielu genomach wirusowych (Page i Di że typowy genom ludzki zawiera około 2% Cera 2008). genów, które odpowiedzialne są za ich kodo- Prawdopodobnie, pierwotną funkcją en- wanie (Puente i współaut. 2005). Enzymy te zymów z grupy proteaz serynowych była ze- ze względu na mechanizm proteolizy zostały wnątrzkomórkowa proteoliza białek, za którą podzielone na 5 grup: proteazy aspartylowe odpowiadały jako enzymy trawienne. Jednak (zwane te z asparaginowymi), cysteinowe, w wyniku procesów ewolucyjnych u zwie- treoninowe, serynowe oraz metaloproteazy rząt tkankowych nastąpiła duplikacja genów, (Barrett i współaut. 2003). które je kodowały. Dzięki temu proteazy se- Proteazy serynowe stanowią prawie jedną rynowe zaczęły pełnić nowe funkcje w orga- trzecią wszystkich enzymów hydrolizujących nizmie, takie jak udział w embriogenezie, w wiązanie peptydowe. Nazwa ich pochodzi procesach odpowiedzi immunologicznej czy od obecności nukleofilowego aminokwasu, udział w krzepnięciu krwi (Krem i Di Cera seryny, znajdującej się w miejscu aktywnym 2001). enzymu, która atakuje grupę karbonylową

KLASYFIKACJA PROTEAZ SERYNOWYCH

Klasyfikacja wszystkich enzymów prote- tomiast drugi system MEROPS jest oparty na olitycznych, a co za tym idzie także proteaz podziale proteaz na klany i rodziny. serynowych, jest obecnie określana przez System klasyfikacji enzymów przy uży- dwa częściowo nakładające się na siebie sys- ciu numeracji EC jest rekomendowany przez temy. Pierwszy, to nomenklatura rekomen- Komitet Nomenklatury (Nazewnictwa) Mię- dowana przez Komisję Enzymów (EC), na- dzynarodowej Unii Biochemii i Biologii Mo-

*Praca powstała w ramach grantu Uniwersytetu Łódzkiego nr 506/1136 i 545/762. 32 Michał Bijak i współaut.

Tabela 1. Podział proteaz serynowych wg najnowszej bazy MEROPS (wydanie 9.8) http://merops. sanger.ac.uk/.

Przedstawiciel Klan Rodzina Oficjalna nazwa angielska Używana nazwa polska S1 chymotrypsin chymotrypsyna S3 togavirin proteinaza NsP2 S6 IgA-specific serine proteaza IgA S7 flavivirin proteinaza NS2B-3 S29 hepacivirin proteaza NS3 S30 potyviral P1 peptidases – S31 pestivirus NS3 polyprotein peptidase proteaza BVDV NS3 PA(S) S32 equine arteritis virus serine peptidase proteinaza NSP4 S39 sobemovirus peptidase proteinaza sobemowirusa S46 dipeptidyl-peptidase 7 aminopeptydaza dipeptylowa II S55 SpoIVB peptidase proteaza SpoIVB S64 Ssy5 peptidase proteaza SSy5 S65 picornain-like cysteine peptidase proteinaza 3cl S75 White bream virus serine peptidas – S45 penicillin G acylase precursor prekursor acylazy penicylinowej G PB(S) EGF-like module containing mucin-like hor- S63 – mone receptor-like 2 PC(S) S51 E dipeptydaza E S8 subtilisin subtylizyna SB S53 sedolisin sedolizyna S9 prolyl oligopeptidas oligopeptydaza prolilowa S10 Y karboksypeptydaza Y S15 Xaa-Pro dipeptidyl-peptidase dipeptydyloaminopeptydaza X-prolilowa SC S28 lysosomal Pro-Xaa carboxypeptidase lizosomalna karboksypeptydaza C S33 prolyl aminopeptydaza prolilowa S37 PS-10 peptidase – S11 D-Ala-D-Ala DD-karboksypeptydaza A SE S12 D-Ala-D-Ala carboxypeptidase B DD-karboksypeptydaza B S13 D-Ala-D-Ala peptidase C DD-karboksypeptydaza C S24 repressor LexA represor LexA SF S26 signal peptidase I peptydaza sygnałowa 1 S21 assemblin asemblina S73 gpO peptidase – SH S77 prohead peptidase gp21 – S78 prohead peptidase – S80 prohead peptidase gp175 – S16 Lon-A peptidase proteaza LON infectious pancreatic necrosis birnavirus SJ S50 proteaza Vp4 Vp4 peptidase S69 Tellina virus 1 VP4 peptidase – S14 endopeptidase Clp ATP−zależna Clp proteaza SK S41 C-terminal processing peptidase-1 – S49 signal peptide peptidase A proteaza A peptydów sygnałowych phage K1F endosialidase CIMCD self-cle- SO S74 – aving SP S59 nucleoporin 145 NUP98 SR S60 lactoferrin laktoferyna SS S66 murein tetrapeptidase LD-carboxypeptidase – ST S54 rhomboid-1 proteaza romboidowa-1 S48 HetR peptidase – S62 influenza A PA peptidase – Nie- S68 PIDD auto-processing protein unit – przypi- S71 MUC1 self-cleaving mucin episialina sany S72 dystroglycan dystroglikan S79 CARD8 self-cleaving protein białko CARD8 S81 destabilase destabilaza Proteazy serynowe i ich klasyfikacja według systemu merops 33 lekularnej (NC-IUBMB), która jest następcą (wydanie 9.8) (Rawlings i współaut. 2012) Międzynarodowej Komisji Enzymów powoła- zawiera, oprócz enzymów proteolitycznych, nej w 1956 r. (Webb 1993). Klasyfikacja EC również ich substraty i inhibitory. Klasyfika- jest stosowana dla każdego rodzaju enzymu cja MEROPS opiera się na tzw. trójwarstwo- i każdy enzym ma zarekomendowaną nazwę wym systemie: 1 warstwa to typ katalizy re- i czteroczęściowy, specyficzny dla siebie nu- akcji, 2 to molekularna struktura enzymu, a mer. Klasyfikacja ta oparta jest na typie reak- 3 warstwa to indywidualne cechy enzymu cji katalizowanej przez dany enzym, np. chy- (Ryc. 1). Typ mechanizmu katalizy jest naj- motrypsyna ma numer EC 3.4.21.1, w którym wyższym poziomem klasyfikacji w systemie cyfra 3 oznacza klasę hydrolaz, czyli enzy- MEROPS i oparty jest na grupie chemicznej mów rozkładających wiązania przy udziale odpowiedzialnej za przeprowadzenie reakcji cząsteczki wody. Cyfra 4 oznacza podkla- hydrolizy wiązania peptydowego. Powoduje sę peptydaz, czyli enzymów rozkładających to podział wszystkich proteaz na: serynowe, wiązanie peptydowe, 21 oznacza natomiast cysteinowe, aspartylowe, glutaminowe, tre- grupę endopeptydaz serynowych. W grupie oninowe, metaloproteazy oraz na proteazy tej znajduje się 98 enzymów wg najnowszej o nieznanym typie katalizy, przypisujący im bazy danych http://www.chem.qmul.ac.uk/ odpowiednie skróty literowe S, C, A, G, T, iubmb//EC3/4/21/. M i U. Podobieństwa w strukturze pierw- Ze względu na to, że reakcje katalizowa- szorzędowej białek na ogół odzwierciedlają ne przez proteazy są bardzo złożone, często wspólne ewolucyjne pochodzenie, co czę- zdarza się, że zupełnie różne enzymy posia- sto jest także związane z podobieństwem dają bardzo podobną aktywność. Dlatego w biologicznym znaczeniu danych białek. Rawlings i Barrett (1993) zaproponowali Dlatego też drugą warstwą klasyfikacji ME- nowy, bardziej precyzyjny system opisujący ROPS stała się molekularna struktura enzy- klasyfikacje enzymów proteolitycznych. Sys- mów (Barrett 1999). System klasyfikacji tem ten przez lata był intensywnie rozbudo- MEROPS jest hierarchiczny, podobnie jak w wywany i szczegółowo dopracowywany po przypadku klasyfikacji EC. Najwyższym po- to, aby w 1996 r. można było zaprezentować ziomem w hierarchii jest klan, w obrębie któ- w pełni funkcjonalną internetową bazę ME- rego wszystkie proteazy muszą pochodzić od ROPS. Baza ta przez kolejne lata była aktu- wspólnego przodka, nawet jeśli nie posiadają alizowana. Najnowsza odsłona bazy MEROPS istotnego podobieństwa w swojej sekwencji.

Ryc. 1. Trójpoziomowy system klasyfikacji proteaz wg systemu MEROPS (wg Barrett 1999, zmie- niona). 34 Michał Bijak i współaut.

Najbardziej rygorystycznym kryterium przy- ności. Dzięki tym zaletom proteazy S1 stano- należności białek do tego samego klanu jest wią główną składową degradomu złożonych podobieństwo w ich strukturze trzeciorzę- systemów biologicznych. Proteazy chymo- dowej. Następnie, w obrębie klanów homo- trypsynopodobne wykazują specyficzność do logi [określone dzięki poszukiwaniom po- hydrolizy wiązań peptydowych znajdujących dobieństw w sekwencji przy użyciu BlastP się po karboksylowej stronie aminokwasów (Altschul i współaut. 1997), FastA (Pearson z dodatnio naładowanymi łańcuchami bocz- i Lipman 1988) i HMMER (Eddy 2008)], są nymi (Arg i Lys) lub aminokwasów hydro- grupowane w rodziny, które zawierają do- fobowych (Phe, Trp i Tyr) (Page i Di Cera wolną liczbę białek homologicznych. Białko, 2008). Proteazy te są obecne zarówno w ko- które zostało najlepiej scharakteryzowane mórkach eukariotycznych, prokariotycznych, pod względem biochemicznym zostaje wy- jak i w wirusach. Proteazy chymotrypsyno- brane jako przedstawiciel rodziny i jest czę- podobne biorą udział w wielu ważnych pro- sto określane jako „holotyp”. Według najnow- cesach fizjologicznych takich jak: trawienie, szej bazy MEROPS proteazy serynowe są po- hemostaza, apoptoza, transdukcja sygnału czy dzielone na 15 klanów, w których znajdują odpowiedź immunologiczna organizmu. Ka- się łącznie 53 rodziny (Tabela 1). skady wzajemnych aktywacji proteaz seryno- wych rodziny S1 stanowią główny element KLAN PA napędowy takich procesów jak krzepnięcie Białka należące do klanu PA, stanowią naj- krwi, fibrynoliza, wiązanie dopełniacza, a na- większą i najlepiej zbadaną grupę proteaz se- wet przebudowa macierzy zewnątrzkomór- rynowych. Proteazy klanu PA są dość mocno kowej czy gojenie się ran (Hedstrom 2002). rozpowszechnione u zwierzęcych eukariotów, Potoczna nazwa rodziny S1 pochodzi od syn- natomiast występują rzadziej w organizmach tetyzowanej w trzustce chymotrypsyny, któ- prokariotycznych i u roślin. Występują także rej struktura jako pierwsza została dokładnie w genomie wirusowym, lecz prawdopodob- opisana przez Matthewsa i współaut. (1967). nie zostały one przejęte przez wirusy z ge- Enzym ten posiada 245 aminokwasów uło- nomów ich gospodarzy (Di Cera 2009). Klan żonych w dwie β-beczułki, z których każda ten zawiera aż 14 różnych rodzin (S1, S3, S6, składa się z 6 struktur β (Birktoft i współ- S7, S29, S30, S31, S32, S39, S46, S55, S64, S65 aut. 1970). Beczułki te ułożone są w stosun- i S75), których mechanizm katalizy jest oparty ku do siebie pod kątem prostym. Topologia na działaniu tzw. katalitycznej triady, do któ- ułożenia struktur β w β-beczułkach została rej należą His, Asp i Ser. opisana jako tzw. „klucz grecki” (Ryc. 2) Największą i najważniejszą rodziną klanu (Page i Di Cera 2008). Centrum aktyw- PA, a zarazem wszystkich proteaz seryno- ne enzymu znajduje się pomiędzy dwoma wych, jest rodzina S1. Z 699 proteaz odkry- β-beczułkami. Struktura chymotrypsyny, jak i tych w ludzkim organizmie, 178 stanowią wszystkich białek należących do rodziny S1, proteazy serynowe, a 138 należy właśnie jest podzielona na miejsce katalityczne, miej- do rodziny S1. Sugeruje to ich ewolucyjną sce rozpoznawania substratu oraz miejsce ak- przewagę nad innymi proteazami serynowy- tywacji zymogenu (Kraut 1977). Większość mi znajdującymi się w organizmie człowieka proteaz serynowych należących do rodziny (Puente i współaut. 2003). Głównym przed- S1 jest syntetyzowana jako nieaktywne zy- stawicielem rodziny S1 jest chymotrypsyna mogeny i do spełniania swojej biologicznej i stąd też pochodzi często używana nazwa funkcji wymaga proteolitycznej aktywacji. tej rodziny, proteazy chymotrypsynopodob- W N-końcowej części zymogenu znajduje się ne (ang. chymotrypsin-like ). Są domena, która podczas aktywacji zostaje usu- one najczęściej występującymi proteazami nięta. Proteoliza każdego znanego zymogenu w świecie ożywionym, w najnowszej bazie z rodziny S1 zachodzi w wiązaniu peptydo- MEROPS (wersja 9.8) (http://merops.sanger. wym znajdującym się pomiędzy 15 a 16 resz- ac.uk/) do tej grupy przypisano aż 684 biał- tą aminokwasową (przyjmując numerację wg ka, z których każde zawiera tę samą katali- chymotrypsyny). Powoduje to uwolnienie N- tyczną triadę His, Asp i Ser. Rodzina ta po- -końcowej reszty izoleucyny 16, która natych- siada idealne cechy umożliwiające dużą wy- miast tworzy z resztą kwasu asparaginowego dajność katalityczną oraz wysoką selektyw- znajdującego się w pozycji 194 wewnątrz- ność substratową. Poprzez swoją domenową -cząsteczkowe oddziaływanie elektrostatycz- budowę proteazy te wykazują również wiele ne zwane mostkiem solnym. Powoduje to różnych poziomów regulacji swojej aktyw- zmianę konformacyjną w domenie aktywa- Proteazy serynowe i ich klasyfikacja według systemu merops 35

wane jest w N-końcowej części dojrzałego białka, stąd też często nazywane są N-koń- cowymi hydrolazami nukleofilowymi (ang. N-terminal nucleophile , Ntn). Wszystkie proteazy z tego klanu są aktywo- wane w procesie autokatalizy, po której na- stępuje ekspozycja nukleofilowej N-końco- wej części białka (Lin i współaut. 2004, Yin i współaut. 2011). Do klanu PB należą biał- ka, które są także proteazami treoninowymi i cysteinowymi, a proteazy serynowe są re- prezentowane tylko przez 2 rodziny: S45 i S63. Do S45 należą enzymy występujące w komórkach bakteryjnych, które rozkładają wiązania amidowe w antybiotykach, przez co odpowiedzialne są za występowanie u bakte- rii oporności na antybiotyki (Hewitt i współ- aut. 2000, Kim i współaut. 2003). Najważniej- szymi przedstawicielami tej rodziny proteaz jest prekursor acylazy penicylinowej G i pre- Ryc. 2. Trzeciorzędowa struktura chymotrypsy- kursor acylazy cefalosporynowej. ny bydła domowego. Obraz wygenerowano na Proces dojrzewania zarówno prekursora podstawie struktury 1YPH znajdującej się w ba- acylazy penicylinowej G jak i prekursora acy- zie http://www.rcsb.org/ przy pomocy progra- lazy cefalosporynowej obejmuje dwa cięcia mu Swiss-PdbViewer (http://spdbv.vital-it.ch/) proteolityczne, które niezbędne są do usu- (Guex i Peitsch 1997). nięcia 10-aminokwasowego, peptydowego łącznika i utworzenia dojrzałego białka. Do cyjnej, przez co formuje się funkcjonalne pierwszej hydrolizy zachodzi po aminowej miejsce wiązania substratu oraz dochodzi do stronie nukleofilowej reszty seryny 170. Na- pełnej ekspozycji centrum aktywnego enzy- tomiast druga reakcja hydrolizy katalizowana mu (Fehlhammer i współaut. 1977, Matrai i przez Ser170 obejmuje rozszczepienie wią- współaut. 2004). zania pomiędzy Glu159 a Gly160. Po uwol- Również ciekawym enzymem należącym nieniu peptydu GDPPDLADQG dochodzi do do klanu PA jest reprezentującarodzinę S6 zmian konformacyjnych, prowadzących do proteaza IgA. Bakteryjna proteaza IgA jest wypełnienia luki pomiędzy Glu159 a Ser170. wysoce specyficzną endopeptydazą prolilo- Dojrzała forma acylazy cefalosporynowej wą, która powoduje hydrolizę ludzkich im- jest heterotetramerem (α,β)2 zbudowanym z munoglobulin typu A. Centrum aktywne tego dwóch heterodimerów utworzonych podczas enzymu obejmuje His101, Asp151 i Ser278. autokatalizy (Yin i współaut. 2011). W strukturze enzymu można wyróżnić dłu- Obydwa wymienione enzymy należące gą na 100 Å centralną domenę o strukturze do rodziny S45 mają ogromne znaczenie w β-harmonijki. N-końcowa domena proteazo- przemyśle farmaceutycznym. Są one używane wa posiada budowę i aktywność enzymów do usuwania łańcuchów bocznych z prekur- należących do rodziny proteaz chymotrypsy- sorów antybiotyków, przez co możliwe jest nopodobnych (Johnson i współaut. 2009). otrzymywanie różnych wariantów penicyliny Proteaza IgA jest produkowana przez kilka- czy cefalosporyny. Dzięki temu możliwe było naście rodzajów bakterii chorobotwórczych, udoskonalenie produkcji antybiotyków beta- przez co bakterie te są w stanie wyelimino- -laktamowych (Barends i współaut. 2004, So- wać jeden z głównych elementów obrony or- nawane 2006). ganizmu gospodarza. Stanowi to bardzo waż- Rodzina S63 to głównie enzymy wystę- ny czynnik wirulencji, który przyczynia się pujące w organizmie człowieka i myszy, sta- do infekcji bakteryjnej i kolonizacji (Mistry i nowiące białka transbłonowe należące do Stockley 2006). receptorów związanych z białkami G. Jed- nak białka te w wyniku dojrzewania ulęga- KLAN PB ją autokatalizie odsłaniając miejsce aktywne, Proteazy serynowe klanu PB są to enzy- w którym znajduje się Ser518 (Lin i współ- my, których centrum katalityczne zlokalizo- aut. 2004). Pięciu członków (CD97, EMR1, 36 Michał Bijak i współaut.

EMR2, EMR2 i EMR4) tej rodziny jest nazy- nia peptydowego. W przypadku rodziny S8 wanych ze względu na swoją budowę „epi- centrum aktywne zlokalizowane jest w ob- dermal growth factor-seven-transmembrane rębie katalitycznej triady obejmującej Asp, (EGF-TM7) family” (Kwakkenbos i współaut. His i Ser, natomiast proteazy z rodziny S53 2004). Enzymy należące do tej rodziny mają zawierają w swoim centrum aktywnym ka- N-końcową domenę zewnątrzkomórkową, talityczną tetradę (Glu295, Asp299, Asp385, która posiada pięć powtórzeń składających Ser502). Jedynie reszta seryny w obydwu ro- się z modułów o strukturze podobnej do dzinach ma zachowaną pozycję i znajduje się czynnika wzrostu naskórka. (EGF), C-koń- w motywie Gly-Thr-Ser-Xaa-Ala-Xbb-Pro, gdzie cowa domena natomiast zawiera siedem re- Xaa oznacza alifatyczny, hydrofobowy amino- gionów transbłonowych (Chang i współaut. kwas, a Xbb to aminokwas mały, o krótkim 2003). łańcuchu bocznym. W ludzkim genomie zi- Białka tej rodziny występują głównie dentyfikowano 10 białek należących do kla- na powierzchni komórek układu odporno- nu SB, 9 z rodziny S8 i tylko 1 z rodziny S53 ściowego a wzrost ich ekspresji jest obser- (Page i Di Cera 2008). wowany podczas stanu zapalnego (Gray i Białka klanu SB składają się z siedmioni- współaut. 1996, Kop i współaut. 2005). Biał- ciowej struktury beta umieszczonej pomię- ko CD97 odgrywa także ważną rolę w pro- dzy dwoma alfa-helisami. Większość proteaz cesie migracji neutrofili (Leemans i współaut. z klanu SB preferuje hydrolizę wiązań pep- 2004). tydowych znajdujących się w silnie hydrofo- bowych C-końcach peptydów (Wlodawer i KLAN PC współaut. 2003). Białka te wydzielane są na W skład klanu PC wchodzą zarówno pro- zewnątrz komórki lub są zlokalizowane w teazy cysteinowe, jak i serynowe, które są w błonie komórkowej, a ich główna funkcja tym klanie reprezentowane tylko przez jedną związana jest z odżywianiem komórek bakte- rodzinę S51. Proteazy serynowe wchodzące ryjnych oraz grzybów (Page i Di Cera 2008). w skład tego klanu składają się ze struktury Pierwowzorem enzymów z klanu SB jest beta (złożonej z 5 równoległych nici), która subtylizyna, odkryta w Gram dodatnich bak- umieszczona jest pomiędzy dwoma alfa-heli- teriach Bacillus subtilis, która, podobnie jak sami. Budowa ta jest podobna do białek kla- chymotrypsyna, była jednym z pierwszych nu SC, ale uważa się, że jest to wynik kon- białek, których struktura została określona wergencji (Hakansson i współaut. 2000). za pomocą krystalografii (Wright i współ- Centrum katalityczne enzymów zlokalizowa- aut. 1969). Subtylizyna, dzięki swoim właści- ne jest w obrębie triady katalitycznej, która wościom takim jak: termostabilność czy sta- obejmuje Ser120, His157 i Glu192 (Lassy i bilność w rozpuszczalnikach organicznych, Miller 2000). Jedyną poznaną dotychczas znalazła duże zastosowanie w przemyśle. funkcją enzymów z rodziny S51 jest ich Poprawiła znacznie skuteczność używanych udział w odżywianiu drobnoustrojów. Dipep- obecnie detergentów (Bryan 2000). tydaza alfa-aspartylowa pomaga bakteriom Ważnymi białkami należącymi do klanu Salmonella typhimurium używać dipepty- SB są również sedolizyna, proteinaza K, lak- dów aspartylowych jako źródła aminokwa- tocepcina, furyna czy proteaza KEX2. sów poprzez ich wewnątrzkomórkową pro- KLAN SC teolizę (Larsen i współaut. 2001). Natomiast inny enzym, cyjanoficynaza (ang. cyanophyci- Klan SC tworzą zarówno endo-, jak i eg- nase), jest odpowiedzialny za degradację ma- zopeptydazy, których centrum aktywne sta- teriału zapasowego sinic jakim jest cyjanofi- nowią Ser, Asp i His. Białka należące do tego cyna, białko złożone z polimerów argininy i klanu zbudowane są ze struktury beta, któ- kwasu asparaginowego (Richter i współaut. ra otoczona jest przez alfa-helisę (Liao i Re- 1999). mington 1990). Ze względu na swoją struk- turę zaliczane są do grupy tzw. alfa-beta hy- KLAN SB drolaz (Ollis i współaut. 1992, Holmquist Proteazy należące do klanu SB są szeroko 2000). Białka klanu SC stanowią drugą pod rozpowszechnione u roślin i bakterii, jednak- względem liczebności grupę proteaz seryno- że kilku przedstawicieli tego klanu znajduje wych obecną w ludzkim genomie (Hotelier się także w świecie zwierząt. Klan SB zawie- i współaut. 2004). Proteazy klanu SC mają ra dwie rodziny: S8 i S53, które mają różny identyczną geometrię katalitycznej triady co mechanizm katalizy reakcji hydrolizy wiąza- klan PA i SB, jednak posiadają inne ułożenie Proteazy serynowe i ich klasyfikacja według systemu merops 37 aminokwasów w sekwencji łańcucha poli- śnych. EETs działa również przeciwzapalnie peptydowego. Większość proteaz z klanu SC oraz przeciwpłytkowo. Hydrolaza epoksy- powoduje hydrolizę wiązania peptydowego dowa powoduje rozkład kwasu epoksyeiko- po karboksylowej stronie proliny (Page i Di zatrienowego hamując w ten sposób jego Cera 2008). aktywność. Nadmierna aktywność hydrolazy W skład klanu SC wchodzi 6 rodzin: S9, epoksydowej może stanowić jedną z przy- S10, S15, S28, S33 i S37, jednak w ludzkim czyn chorób układu sercowo-naczyniowego, genomie największą część stanowi rodzi- dlatego enzym ten jest rozpatrywany jako na S9 (aż 41 homologów) (Page i Di Cera potencjalny cel w farmakoterapii przeciw- 2008). W skład tej rodziny wchodzą głownie miażdżycowej (Gross i Nithipatikom 2009, białka, których fizjologiczną rolą jest degra- Wang i współaut. 2010, Imig 2012). dowanie biologicznie aktywnych peptydów. KLAN SE Przykładem białka o takim działaniu jest pep- tydaza dipeptylowa 4 (DPP-4), odpowiedzial- Do klanu SE należą przede wszystkim en- na za metabolizowanie chemokin i hormo- zymy o aktywności karboksypeptydaz. Pro- nów, np. glukozozależnego peptydu insuli- teazy tego klanu występują u bakterii i są notropowego czy glukagonopodobnego pep- głównie zaangażowane w metabolizm ściany tydu 1 (Kieffer i współaut. 1995, Kieffer i komórkowej. Enzymy te powodują hydrolizę Habener 1999, Deacon i współaut. 2002). Do połączeń D-Ala-D-Ala w bakteryjnej ścianie rodziny S9 zalicza się także acetylocholino- komórkowej, jednakże nie są zdolne do roz- esterazę, która nie posiada właściwości pro- szczepiania wiązań α-peptydowych (Page i Di teolitycznych, natomiast powoduje hydrolizę Cera 2008). Do klanu SE należą 3 rodziny: ważnego neuroprzekaźnika, acetylocholiny S11, S12 i S13, które są ze sobą bardzo blisko do choliny i reszty kwasu octowego (Masso- spokrewnione. W strukturze trzeciorzędowej ulie i współaut. 1993). wszystkich białek należących do tego klanu Ważnymi dla funkcjonowania organizmu możemy wyróżnić 2 domeny: N-końcowy ludzkiego są również dwie proteazy należące kłębek złożony z α-helis, w którym znajduje do rodziny S28: lizosomalna karboksypepty- się centrum aktywne oraz C-końcową α/β/α- daza C i peptydaza dipeptylowa 2 (DPP-2). kanapkę (Kelly i współaut. 1998, Sauvage i Lizosomalna karboksypeptydaza C powoduje współaut. 2005). Centrum aktywne obejmu- inaktywację angiotensyny II poprzez prote- je znajdujące się blisko siebie aminokwasy olizę wiązania pomiędzy resztą proliny a fe- Ser66 i Lys69, zlokalizowane w silnie zakon- nyloalaniny w jej C-końcowej części. Enzym serwowanym motywie Ser-Xaa-Xaa-Lys. Trzeci ten w połączeniu z wysokocząsteczkowym aminokwas, który bierze udział w katalizie kininogenem jest zdolny do aktywacji oso- reakcji znajduje się w pozycji 130 i jest to czowej prekalikreiny (Shariat-Madar i współ- seryna (w rodzinie S11 i S13) lub tyrozyna aut. 2004, 2005). DPP-2 natomiast jest we- (w rodzinie S12) (Rhazi i współaut. 2003). wnątrzkomórkową proteazą, której funkcją Białka z tego klanu wykazują strukturalne po- jest usuwanie N-terminalnych dipeptydów, w dobieństwo do klasy β-laktamaz. Dzięki temu których występuje prolina lub alanina. Praw- podobieństwu enzymy klanu SE mogą wiązać dopodobną rolą biologiczną DPP-2 jest udział się do penicyliny, jednakże to wiązanie nie w procesach różnicowania komórek, ochro- powoduje zmiany właściwości antybiotyku nie komórek przed śmiercią oraz w degrada- (Goffin i Ghuysen 1998). cji kolagenu i białek miofibrylarnych (Maes i KLAN SF współaut. 2007). Ciekawymi przedstawicielami klanu SC są Białka należące do klanu SF to grupa en- również białka należące do rodziny S33, któ- zymów, w której za mechanizm katalityczny re nie posiadają zdolności proteolitycznych odpowiedzialne są dwa aminokwasy (tzw. ale powodują hydrolizę wiązania epoksydo- katalityczna diada); w przypadku enzymów wego, dzięki czemu odgrywają istotną rolę prokariotycznych jest to Ser i Lys, a w przy- w procesach detoksyfikacyjnych (Arand i padku proteaz eukariotycznych jest to Ser i współaut. 2005). Jednak hydrolaza epoksydo- His (Page i Di Cera 2008). W skład tego kla- wa jest również zaangażowana w przemianę nu wchodzą 2 rodziny: S24 i S26, które wy- kwasu epoksyeikozatrienowego (EETs). Kwas kazują pomiędzy sobą duże podobieństwo ten jest metabolitem powstałym podczas strukturalne. Proteazy klanu SF są zbudo- przemian kwasu arachidonowego i odpowie- wane całkowicie ze struktur beta: zawierają dzialny jest za rozszerzanie naczyń krwiono- kilka struktur β-harmonijek oraz strukturę 38 Michał Bijak i współaut.

wych peptydów sygnałowych podczas trans- lokacji białek przez błonę komórkową (Dal- bey i współaut. 1997). Motywem, który naj- częściej występuje przed miejscem hydrolizy jest Ala-X-Ala (Carlos i współaut. 2000). W strukturze białek rodziny S26 można wyróż- nić dwa N-końcowe segmenty transbłonowe, mały region cytoplazmatyczny i C-końcowy peryplazmatyczny region katalityczny (Paet- zel i współaut. 2002). Aktywność białek należących do rodziny S26 jest niezbędna do prawidłowego funkcjo- nowania komórek bakteryjnych i ich żywot- ności, dlatego też stają się one potencjalnym celem działania dla nowoczesnej antybioty- koterapii przeciwko szczepom bakteryjnym opornym na leczenie tradycyjne (Paetzel i współaut. 2000, Smitha Rao i Anne 2011). KLAN SH Klan SH stanowią proteazy wirusów za- wierających swój materiał genetyczny w postaci DNA. Enzymy te zaangażowane są Ryc. 3. Trzeciorzędowa struktura represora w proces montowania kapsydu wirusowe- LexA Escherichia coli. Obraz wygenerowano go. Białka należące do tego klanu posiada- na podstawie struktury 1HJJ (Luo i współaut. ją strukturę β-beczułki zawierającą centrum 2001) znajdującej się w bazie http://www.rcsb. aktywne, która jest otoczona przez α-helisy org/ przy pomocy programu Swiss-PdbViewer (Chen i współaut. 1996). Klan ten składa (http://spdbv.vital-it.ch/). się z kilku rodzin: S21, S73, S77, S78 i S80, jednak najciekawsza wydaje się być rodzina S21, do której należy asemblina. W rodzi- β-beczułki. Dodatkowo, członkowie rodzi- nie tej ułożenie aminokwasów wchodzących ny S24 mają jeszcze w swoim C-końcowym w skład katalitycznej triady (His63, Ser132, odcinku domenę zawierającą kłębek trzech His157) nie jest spotykane w żadnej innej -helis, których funkcją jest najprawdopodob- α rodzinie proteaz serynowych (Page i Di Cera niej oddziaływanie z DNA (Paetzel i współ- 2008). aut. 1995, Luo i współaut. 2001). Głównym przedstawicielem rodziny S24 jest białko KLAN SJ pochodzące z bakterii E. coli: represor LexA Klan proteaz SJ stanowią 3 rodziny bia- (Ryc. 3). Białko to jest zaangażowane w tzw. łek: S16, S50 i S59, których mechanizm ka - odpowiedź SOS komórki bakteryjnej, która talizy reakcji hydrolizy wiązania peptydo- prowadzi do naprawy cząsteczek bakteryjne- wego jest oparty na działaniu katalitycznej go DNA. Autokatalityczna aktywacja represo- diady, w której skład wchodzi Ser i Lys. ra LexA jest zależna od utworzenia komplek- Białka te złożone są z 2 warstw, w których su z aktywowanym przez jednoniciowe DNA występują zarówno struktury β-harmonijki, białkiem RecA. Aktywacja represora LexA po- jak i α-helisy. Centrum aktywne enzymu woduje oddzielenie domeny wiążącej DNA, znajduje się pomiędzy utworzonymi przez przez co białko to nie działa już dłużej jako te struktury warstwami (Botos i współaut. represor i kontrolowane przez niego geny 2004). Największą i najlepiej poznaną ro- mogą ulegać ekspresji. Geny te są głównie dziną wchodzącą w skład tego klanu jest odpowiedzialne za procesy naprawy DNA rodzina S16, której przedstawicielem jest (Little 1993, Reuven i współaut. 1999, Luo proteaza lon. Jednak nadal nie wiadomo i współaut. 2001, Indiani i O’Donnell 2013). zbyt wiele o biologicznej funkcji tego biał- Rodzinę S26 stanowią natomiast endo- ka. Proteaza lon jest uformowana z 6 pod - peptydazy błonowe zaangażowane w syntezę jednostek w postać heksametrycznego pier- bakteryjnych białek sekrecyjnych. Enzymy te ścienia (Ryc. 4) (Besche i Zwickl 2004). powodują odcięcie hydrofobowych N-końco- Zarówno proteaza lon, jak i inne białka na - Proteazy serynowe i ich klasyfikacja według systemu merops 39

Ryc. 4. Trzeciorzędowa struktura proteazy lon bakterii Escherichia coli. Obraz wygenerowano na pod- stawie struktury 1RR9 (Botos i współaut. 2004) znajdującej się w bazie http://www.rcsb.org/ przy po- mocy programu Swiss-PdbViewer (http://spdbv.vital-it.ch/). leżące do tej rodziny posiadają równocze- Ser409 i Ser432 (Kim i współaut. 2008), a śnie aktywność ATP-zależnej proteazy, jak w przypadku tej samej proteazy, jednak po- i ATP-azy, ponieważ reakcje hydrolizy pep- chodzącej z bakterii Bacillus subtilis, za ka- tydów i ATP są ze sobą powiązane. Głów - talizę odpowiada katalityczna diada (Ser147 nym zadaniem tych proteaz jest wewnątrz- i Lys199) (Nam i współaut. 2012). Inny en- komórkowa degradacja białek (Rotanova i zym tej rodziny, proteaza gpC bakteriofa- współaut. 2006). ga λ, zawiera katalityczną triadę, w której skład wchodzą: Ser166, Ser188 i Lys218 KLAN SK (Medina i współaut. 2010). Podobnie jak w przypadku klanu SJ, Białka należące do rodziny S14 są pro- proteazy klanu SK są w większości enzy- teazami ATP-zależnymi, które składają się z mami zlokalizowanymi w komórkach bak- dwóch typów podjednostek: o aktywności teryjnych. Tworzą struktury pierścieniowe peptydazy i wiążących ATP. Natywna struk- i odpowiedzialne są za proces wewnątrz- tura ATP-zależnej Clp proteazy jest homo- komórkowej degradacji białek. Klan SK jest tetradekamerem, złożonym z 2 pierścieni wyjątkiem od reguły obowiązującej w bazie zawierających po 7 białkowych podjedno- MEROPS, ponieważ jako jedyny zawiera w stek (Ryc. 5). We wnętrzu każdego pier- sobie rodziny, których mechanizm katalizy ścienia zostaje utworzony cylinder, gdzie różni się od siebie. W rodzinie S14 katali - zlokalizowane są reszty 21 aminokwasów tyczna triada obejmuje Ser111, His136 i należących do centrum aktywnych wszyst- Asp185, podczas gdy w rodzinie S41 wystę- kich podjednostek białkowych. Substrat puje zarówno katalityczna diada obejmują- po związaniu jest rozkładany od końca i ca resztę seryny 372 oraz lizyny 387 ( Liao transportowany do wnętrza cylindra (Lee i i współaut. 2000), jak i katalityczna tetrada, współaut. 2001, Reid i współaut. 2001, Yu i do której należą Ser745, His746, Ser965 i Houry 2007). Glu1023 (Brandstetter i współaut. 2001). Rodzinę S41 charakteryzują białka roz- Z kolei w rodzinie S49 w centrum katali - poznające C-terminalne tri-peptydy Xaa-Yaa- tycznym jest u wszystkich członków zakon- -Zaa, gdzie Xaa oznacza Ala lub Leu, Yaa to serwowana tylko jedna reszta seryny. W Ala lub Tyr, natomiast Zaa to głównie Ala. przypadku proteazy A peptydów sygnało- Proteazy tej rodziny posiadają zróżnicowa- wych bakterii E. coli centrum aktywne sta- ną strukturę, od trójdomenowych monome- nowi katalityczna triada obejmująca Lys209, rów po homoheksamery, z których każdy 40 Michał Bijak i współaut.

Ryc. 5. Trzeciorzędowa struktura ATP-zależnej Clp proteazy bakterii Staphylococcus aureus. Obraz wygenerowano na podstawie struktury 3STA (Zhang i współaut. 2011) znajdującej się w bazie http://www.rcsb.org/ przy pomocy programu Swiss-PdbViewer (http://spdbv.vital-it.ch/). monomer jest pięciodomenowy. Głównym W skład tej rodziny wchodzą autolityczne zadaniem tych enzymów jest degradacja nukleoporyny, których centrum aktywne nieprawidłowo zsyntetyzowanych białek. stanowią His862 i Ser864. Aminokwasy te Możliwe jest to ze względu na fakt, że pep - oddzielone są od siebie tylko 1 resztą feny - tydy syntetyzowane na bazie uszkodzonego loalaniny. Podczas autolizy prekursor Nup mRNA są znakowane na C-końcu tripepty- 145 jest cięty na 2 komponenty: Nup98 dem Leu-Ala-Ala (Beebe i współaut. 2000). oraz Nup96 (Fontoura i współaut. 2001, Hodel i współaut. 2002). Następnie, Nup98 KLAN SO i Nup96 są zaangażowane w tworzenie ją- Klan SO zawiera niewielką liczbę białek drowych kompleksów porowych, przez co i składa się tylko z jednej rodziny proteaz, biorą udział w jadrowo-cytoplazmatycznym a mianowicie S74, w której znane są tylko transporcie cząsteczek mRNA (Iwamoto i 4 enzymy. Centrum aktywne tych białek współaut. 2010). stanowi katalityczna diada, do której należą KLAN SR Ser911 i Lys916. Aktywacja tych fagowych enzymów następuje autokatalitycznie, a ich Do klanu proteaz SR należy również główną funkcją biologiczną jest hydroliza tylko jedna rodzina, S60, której przedsta- kapsydu fagowego, która umożliwia uwol- wicielem jest laktoferyna. Jest to gliko- nienie jego materiału genetycznego (Muh- proteina obficie występująca w mleku i w lenhoff i współaut. 2003). większości płynów biologicznych, zawiera- jąca w swojej cząsteczce żelazo. Laktofery- KLAN SP na jest odpowiedzialna za obronę organi- Klan SP, podobnie jak klan SO, jest zło - zmu ludzkiego przed bakteriami, grzybami, żony tylko z jednej rodziny proteaz, S59. pierwotniakami oraz wirusami. Białko to Proteazy serynowe i ich klasyfikacja według systemu merops 41

łączy wrodzoną i nabytą odporność u ssa- ków (Gonzalez-Chavez i współaut. 2009, Garcia-Montoya i współaut. 2012). Więk- szość aktywności przeciwbakteryjnej lak- toferyny jest związania z jej zdolnością do sekwestracji żelaza i do wiązania lipidu A, będącego składnikiem lipopolisacharydu bakteryjnego (Valenti i współaut. 2004). Laktoferyna inaktywuje również bakteryjną proteazę IgA, dzięki czemu chroni immuno- globuliny przed rozkładem (Plaut i współ- aut. 2000) oraz powoduje rozkład białka EspB, które jest odpowiedzialne za pato- genność bakterii E. coli (Ochoa i Clearly 2004). Struktura laktoferyny została po raz pierwszy opisana przez Andersona i współ- aut. (1989). Białko to składa się z 4-krotnie powtarzających się duplikacji. Każde z po- wtórzeń zawiera strukturę beta-harmonijki Ryc. 6. Trzeciorzędowa struktura proteazy rom- umieszczoną pomiędzy dwoma α-helisami. boidowej GlpG bakterii Escherichia coli. Obraz Enzym ten posiada 2 podjednostki pepty- wygenerowano na podstawie struktury 3UBB dazowe, z których każda zawiera dwa po- (Xue i współaut. 2012) znajdującej się w bazie wtórzenia strukturalne. Każda z tych pod- http://www.rcsb.org/ przy pomocy programu jednostek ma jeden atom żelaza ulokowany Swiss-PdbViewer (http://spdbv.vital-it.ch/). na granicy strukturalnych powtórzeń. Cen- trum aktywne znajduje się w N-końcowej związane z dwuwarstwą lipidową, które po- części podjednostki peptydazowej i obej- wodują hydrolizę domen transbłonowych muje Lys93 oraz Ser279. substratu. Struktura enzymów z tej rodzi- ny na przykładzie białka GlpG została scha- KLAN SS rakteryzowana przez Wanga i współaut. Do klanu SS należą enzymy powodujące (2006). Proteazy te, określane jako rombo- hydrolizę wiązania amidowego pomiędzy L- idowe, mają sześć domen transbłonowych -aminokwasem i D-aminokwasem, które naj- z N- i C-końcami zakotwiczonymi w cyto- częściej występuje w bakteryjnych peptydo- plazmie komórki (Ryc. 6). Jedna z domen glikanach. Proteazy klanu SS są zgrupowane transbłonowych jest krótsza od pozostałych także tylko w jedną rodzinę, S66. Białka tej i tworzy tuż pod powierzchnią błony tzw. rodziny zbudowane są z N-końcowej beta- wewnętrzną wnękę wodną, w której zacho- -harmonijki i C-końcowej beta-beczułki. Na dzi proces proteolizy wiązania peptydowe- granicy tych dwóch domen zlokalizowane go. Centrum aktywne tych białek stanowi jest centrum aktywne obejmujące Ser115, Ser217 znajdująca się w czwartej domenie Glu217 i His285. Substratami dla proteaz transbłonowej oraz His28, która zlokali- rodziny S66 są produkty degradacji ściany zowana jest w domenie szóstej. Pomiędzy komórkowej bakterii. Powodują one prze- pierwszą i drugą domeną transbłonową kształcanie tetrapeptydów mureiny do tri- tworzy się osadzona w błonie komórkowej peptydów, które mogą być z powrotem pętla, której zadaniem jest kontrolowanie przekształcane do budujących ścianę ko- dostępu substratu do centrum aktywnego mórkową peptydoglikanów, co umożliwia enzymu. Rodzina ta jest jedyną ze wszyst- tzw. „recykling” peptydoglikanów (Korza i kich rodzin proteaz serynowych, w której Bochtler 2005). centrum aktywne znajduje się w domenach transbłonowych. Większość funkcji proteaz KLAN ST romboidowych jest jeszcze nie do końca Klan ST jest obecnie ostatnim wyodręb- poznana, ale postuluje się ich ważną rolę nionym klanem proteaz serynowych we- w przekazywaniu sygnałów wzrostowych, dług bazy MEROPS. Podobnie jak klany SO, funkcjonowaniu mitochondriów oraz w SP, SR i SS, posiada przypisaną tylko jedną translokacji białek przez błony bakteryjne rodzinę, S54. Należą tutaj endopeptydazy (Freeman 2008, Lemberg 2013). 42 Michał Bijak i współaut.

PROTEAZY SERYNOWE I ICH KLASYFIKACJA WEDŁUG SYSTEMU MEROPS Streszczenie

Enzymy proteolityczne inaczej nazywane tak- cej się w miejscu aktywnym enzymu, która atakuje że proteazami, proteinazami lub peptydazami są to grupę karbonylową wiązania peptydowego tworząc enzymy należące do klasy hydrolaz, które posiadają produkt pośredni reakcji tzw. acylo-enzym. Ze wzglę- zdolność do hydrolitycznego rozkładu wiązania pep- du na to, że reakcje katalizowane przez proteazy są tydowego, czyli proteolizy. Enzymy te zostały ziden- bardzo złożone, Rawlings i Barrett zaproponowali tyfikowane zarówno w organizmach prokariotycz- bardzo precyzyjny system opisujący klasyfikacje en- nych jak i eukariotycznych. Wykazano, że typowy zymów proteolitycznych - MEROPS. Według tego genom ludzki zawiera około 2% genów, które odpo- systemu proteazy są podzielone na klany, w których wiedzialne są za kodowanie enzymów proteolitycz- następnie wyróżnione są rodziny. Najnowsza baza nych. MEROPS podzieliła proteazy serynowe na 15 klanów, Proteazy serynowe stanowią prawie jedną trze- w których znajdują się łącznie 53 rodzin. Celem tej cią wszystkich enzymów hydrolizujących wiązanie pracy jest krótka charakterystyka proteaz seryno- peptydowe. Nazwa tych proteaz pochodzi od obec- wych oraz ich podział na poszczególne klany. ności nukleofilowego aminokwasu seryny, znajdują-

SERINE PROTEASES AND THEIR CLASSIFICATION ACCORDING TO MEROPS SYSTEM Summary

Proteolytic , known also as the pro- tide bond forming thereby an intermediate called teases, proteinases or peptidases, belong to the class acyl-enzyme. Due to the fact that the reactions cata- of hydrolases involved in hydrolytic degradation of lyzed by proteases are very complex Rawlings and peptide bonds. These enzymes have been identified Barrett proposed a high precision classification sys- in both prokaryotic and eukaryotic cells. Typical hu- tem for proteolytic enzymes called MEROPS. Under man genome contains about 2% of the genes that this system, proteases are divided into clans and are responsible for encoding of proteolytic enzymes. families. The recent MEROPS database divided ser- Serine proteases represent almost one-third of all ine proteases into 15 clans containing a together 53 proteolytic enzymes. The name of these proteases is families. The aim of this paper is all short descrip- derived from the presence of the nucleophilic ami- tion of serine proteases and their division into dif- no acid: serine located in the of the en- ferent clans. zyme, which attacks the carbonyl group of the pep-

LITERATURA

Altschul S. F., Madden T. L., Schaffer A. A., Zhang Beebe K. D., Shin J., Peng J., Chaudhury C., Khera J., Zhang Z., Miller W., Lipman D. J., 1997. Gap- J., Pei D., 2000. Substrate recognition through a ped BLAST and PSI-BLAST: a new generation PDZ domain in tail-specific . Biochemi- of protein database search programs. Nucleic stry 39, 3149–3155. Acids Res. 25, 3389–3402. Besche H., Zwickl P., 2004. The Thermoplasma aci- Anderson B. F., Baker H. M., Norris G. E., Rice D. dophilum Lon protease has a Ser-Lys dyad acti- W., Baker E. N., 1989. Structure of human lac- ve site. Eur. J. Biochem. 271, 4361–4365. toferrin: crystallographic structure analysis and Birktoft J. J., Blow D. M., Henderson R., Steitz T. refinement at 2.8 A resolution. J Mol. Biol 209, A., 1970. I. Serine proteinases. The structure of 711–734. alpha-chymotrypsin. Philos. Trans. R. Soc. Lond. Arand M., Cronin A., Adamska M., Oesch F., 2005. B Biol. Sci. 257, 67–76. Epoxide hydrolases: structure, function, mecha- Botos I., Melnikov E. E., Cherry S., Tropea J. E., nism, and assay. Methods Enzymol. 400, 569– Khalatova A. G., Rasulova F., Dauter Z., Mauri- 588. zi M. R., Rotanova T. V., Wlodawer A., Gustchi- Barends T. R., Yoshida H., Dijkstra B. W., 2004. na A., 2004. The catalytic domain of Escherichia Three-dimensional structures of enzymes use- coli Lon protease has a unique fold and a Ser- ful for beta-lactam antibiotic production. Curr. -Lys dyad in the active site. J. Biol. Chem. 279, Opin. Biotechnol. 15, 356–363. 8140–8148. Barrett A. J., 1999. Peptidases: a view of classifi- Brandstetter H., Kim J. S., Groll M., Huber R., 2001. cation and nomenclature. [W:] Proteases: New Crystal structure of the tricorn protease reveals Perspectives. Turk V. (red.). Birkhauser Verlag, a protein disassembly line. Nature 414, 466– Basel/Switzerland, 1–12. 470. Barrett A. J., Tolle D. P., Rawlings N. D., 2003. Bryan P. N., 2000. Protein engineering of subtilisin. Managing peptidases in the genomic era. Biol. Biochim. Biophys. Acta 1543, 203–222. Chem. 384, 873–882. Carlos J. L., Paetzel M., Brubaker G., Karla A., Ash- well C. M., Lively M. O., Cao G., Bullinger P., Proteazy serynowe i ich klasyfikacja według systemu merops 43

Dalbey R. E., 2000. The role of the membrane- veals the linker peptide blocking the active-site -spanning domain of type I signal peptidases in cleft. J Mol. Biol 302, 887–898. substrate cleavage site selection. J. Biol. Chem. Hodel A. E., Hodel M. R., Griffis E. R., Hennig K. 275, 38813–38822. A., Ratner G. A., Xu S., Powers M. A., 2002. The Chang G. W., Stacey M., Kwakkenbos M. J., Hamann three-dimensional structure of the autoproteoly- J., Gordon S., Lin H. H., 2003. Proteolytic cleava- tic, nuclear pore-targeting domain of the hu- ge of the EMR2 receptor requires both the extra- man nucleoporin Nup98. Mol. Cell 10, 347–358. cellular stalk and the GPS motif. FEBS Lett. 547, Holmquist M., 2000. Alpha/Beta- fold en- 145–150. zymes: structures, functions and mechanisms. Chen P., Tsuge H., Almassy R. J., Gribskov C. L., Ka- Curr. Protein Pept. Sci. 1, 209–235. toh S., Vanderpool D. L., Margosiak S. A., Pinko Hotelier T., Renault L., Cousin X., Negre V., Mar- C., Matthews D. A., Kan C. C., 1996. Structure of chot P., Chatonnet A., 2004. ESTHER, the da- the human cytomegalovirus protease catalytic tabase of the alpha/beta-hydrolase fold superfa- domain reveals a novel fold and mily of . Nucleic Acids Res. 32, D145– . Cell 86, 835–843. D147. Dalbey R. E., Lively M. O., Bron S., van Dijl J. M., Imig J. D., 2012. Epoxides and soluble epoxide hy- 1997. The chemistry and enzymology of the type drolase in cardiovascular physiology. Physiol I signal peptidases. Protein Sci. 6, 1129–1138. Rev. 92, 101–130. Deacon C. F., Wamberg S., Bie P., Hughes T. E., Indiani C., O’Donnell M., 2013. A Proposal: Source Holst J. J., 2002. Preservation of active incretin of single strand DNA that elicits the SOS respon- hormones by inhibition of se. Front. Biosci. 18, 312–323. IV suppresses meal-induced incretin secretion in Iwamoto M., Asakawa H., Hiraoka Y., Haraguchi T., dogs. J. Endocrinol. 172, 355–362. 2010. Nucleoporin Nup98: a gatekeeper in the Di Cera E., 2009. Serine proteases. IUBMB. Life 61, eukaryotic kingdoms. Genes Cells 15, 661–669. 510–515. Johnson T. A., Qiu J., Plaut A. G., Holyoak T., 2009. Eddy S. R., 2008. A probabilistic model of local se- Active-site gating regulates substrate selectivity quence alignment that simplifies statistical si- in a chymotrypsin-like serine protease the struc- gnificance estimation. PLoS. Comput. Biol. 4, ture of haemophilus influenzae immunoglobu- e1000069. lin A1 protease. J. Mol. Biol. 389, 559–574. Fehlhammer H., Bode W., Huber R., 1977. Crystal Kelly J. A., Kuzin A. P., Charlier P., Fonze E., 1998. structure of bovine trypsinogen at 1-8 A reso- X-ray studies of enzymes that interact with pe- lution. II. Crystallographic refinement, refined nicillins. Cell Mol. Life Sci. 54, 353–358. crystal structure and comparison with bovine Kieffer T. J., Habener J. F., 1999. The glucagon-like trypsin. J. Mol. Biol. 111, 415–438. peptides. Endocr. Rev. 20, 876–913. Fontoura B. M., Dales S., Blobel G., Zhong H., Kieffer T. J., McIntosh C. H., Pederson R. A., 1995. 2001. The nucleoporin Nup98 associates with Degradation of glucose-dependent insulinotropic the intranuclear filamentous protein network of polypeptide and truncated glucagon-like peptide TPR. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98, 3208–3213. 1 in vitro and in vivo by dipeptidyl peptidase Freeman M., 2008. Rhomboid proteases and their IV. Endocrinology 136, 3585–3596. biological functions. Annu. Rev. Genet. 42, 191– Kim J. K., Yang I. S., Rhee S., Dauter Z., Lee Y. S., 210. Park S. S., Kim K. H., 2003. Crystal structures of Garcia-Montoya I. A., Cendon T. S., Arevalo-Galle- glutaryl 7-aminocephalosporanic acid acylase: gos S., Rascon-Cruz Q., 2012. Lactoferrin a mul- insight into autoproteolytic activation. Bioche- tiple bioactive protein: an overview. Biochim. mistry 42, 4084–4093. Biophys. Acta 1820, 226–236. Kim A. C., Oliver D. C., Paetzel M., 2008. Crystal Goffin C., Ghuysen J. M., 1998. Multimodular pe- structure of a bacterial signal Peptide peptidase. nicillin-binding proteins: an enigmatic family J. Mol. Biol. 376, 352–366. of orthologs and paralogs. Microbiol. Mol. Biol. Kop E. N., Kwakkenbos M. J., Teske G. J., Kraan M. Rev. 62, 1079–1093. C., Smeets T. J., Stacey M., Lin H. H., Tak P. P., Gonzalez-Chavez S. A., Arevalo-Gallegos S., Rascon- Hamann J., 2005. Identification of the epidermal -Cruz Q., 2009. Lactoferrin: structure, function growth factor-TM7 receptor EMR2 and its ligand and applications. Int. J. Antimicrob. Agents 33, dermatan sulfate in rheumatoid synovial tissue. 301–308. Arthritis Rheum. 52, 442–450. Gray J. X., Haino M., Roth M. J., Maguire J. E., Jen- Korza H. J., Bochtler M., 2005. Pseudomonas aeru- sen P. N., Yarme A., Stetler-Stevenson M. A., Sie- ginosa LD-carboxypeptidase, a serine peptidase benlist U., Kelly K., 1996. CD97 is a processed, with a Ser-His-Glu triad and a nucleophilic el- seven-transmembrane, heterodimeric receptor bow. J. Biol. Chem. 280, 40802–40812. associated with inflammation. J. Immunol. 157, Kraut J., 1977. Serine proteases: structure and me- 5438–5447. chanism of catalysis. Annu. Rev. Biochem. 46, Gross G. J., Nithipatikom K., 2009. Soluble epoxide 331–358. hydrolase: a new target for cardioprotection. Krem M. M., Di Cera E., 2001. Molecular markers Curr. Opin. Investig. Drugs 10, 253–258. of serine protease evolution. EMBO J. 20, 3036- Guex N., Peitsch M. C., 1997. SWISS-MODEL and 3045. the Swiss-PdbViewer: an environment for com- Kwakkenbos M. J., Kop E. N., Stacey M., Matmati M., parative protein modeling. Electrophoresis 18, Gordon S., Lin H. H., Hamann J., 2004. The EGF- 2714–2723. -TM7 family: a postgenomic view. Immunogene- Hakansson K., Wang A. H., Miller C. G., 2000. The tics 55, 655–666. structure of aspartyl dipeptidase reveals a uni- Larsen R. A., Knox T. M., Miller C. G., 2001. Aspar- que fold with a Ser-His-Glu catalytic triad. Proc. tic peptide hydrolases in Salmonella enterica Natl. Acad. Sci. USA 97, 14097–14102. serovar typhimurium. J Bacteriol. 183, 3089– Hedstrom L., 2002. Serine protease mechanism and 3097. specificity. Chem. Rev. 102, 4501–4524. Lassy R. A., Miller C. G., 2000. Peptidase E, a pepti- Hewitt L., Kasche V., Lummer K., Lewis R. J., Murshu- dase specific for N-terminal aspartic dipeptides, dov G. N., Verma C. S., Dodson G. G., Wilson K. is a serine hydrolase. J. Bacteriol. 182, 2536– S., 2000. Structure of a slow processing precur- 2543. sor penicillin acylase from Escherichia coli re- 44 Michał Bijak i współaut.

Lee C., Schwartz M. P., Prakash S., Iwakura M., Ma- nal peptidases. A novel antibiotic target. Phar- touschek A., 2001. ATP-dependent proteases de- macol. Ther. 87, 27–49. grade their substrates by processively unrave- Paetzel M., Dalbey R. E., Strynadka N. C., 2002. ling them from the degradation signal. Mol. Cell Crystal structure of a bacterial signal pepti- 7, 627–637. dase apoenzyme: implications for signal pep- Leemans J. C., de Velde A. A., Florquin S., Bennink tide binding and the Ser-Lys dyad mechanism. J. R. J., de B. K., van Lier R. A., van der Poll T., Biol. Chem. 277, 9512–9519. Hamann J., 2004. The epidermal growth fac- Page M. J., Di Cera E., 2008. Serine peptidases: clas- tor-seven transmembrane (EGF-TM7) receptor sification, structure and function. Cell Mol. Life CD97 is required for neutrophil migration and Sci. 65, 1220–1236. host defense. J. Immunol. 172, 1125–1131. Pearson W. R., Lipman D. J., 1988. Improved tools Lemberg M. K., 2013. Sampling the membrane: func- for biological sequence comparison. Proc. Natl. tion of rhomboid-family proteins. Trends Cell Acad. Sci. USA 85, 2444–2448. Biol. 23, 210–217. Plaut A. G., Qiu J., St Geme J. W., 2000. Human Liao D. I., Remington S. J., 1990. Structure of wheat lactoferrin proteolytic activity: analysis of the serine carboxypeptidase II at 3.5-A resolution. cleaved region in the IgA protease of Haemoph- A new class of serine proteinase. J. Biol. Chem. ilus influenzae. Vaccine 19 (Suppl 1), S148– 265, 6528–6531. S152. Liao D. I., Qian J., Chisholm D. A., Jordan D. B., Di- Puente X. S., Sanchez L. M., Overall C. M., Lo- ner B. A., 2000. Crystal structures of the pho- pez-Otin C., 2003. Human and mouse proteas- tosystem II D1 C-terminal processing protease. es: a comparative genomic approach. Nat. Rev. Nat. Struct. Biol 7, 749–753. Genet. 4, 544–558. Lin H. H., Chang G. W., Davies J. Q., Stacey M., Har- Puente X. S., Sanchez L. M., Gutierrez-Fernandez ris J., Gordon S., 2004. Autocatalytic cleavage A., Velasco G., Lopez-Otin C., 2005. A genomic of the EMR2 receptor occurs at a conserved G view of the complexity of mammalian proteolyt- protein-coupled receptor proteolytic site motif. J. ic systems. Biochem. Soc Trans. 33, 331–334. Biol. Chem. 279, 31823–31832. Rawlings N. D., Barrett A. J., 1993. Evolutionary Little J. W., 1993. LexA cleavage and other self-pro- families of peptidases. Biochem. J. 290, 205–218. cessing reactions. J. Bacteriol. 175, 4943–4950. Rawlings N. D., Barrett A. J., Bateman A., 2012. Luo Y., Pfuetzner R. A., Mosimann S., Paetzel M., MEROPS: the database of proteolytic enzymes, Frey E. A., Cherney M., Kim B., Little J. W., their substrates and inhibitors. Nucleic Acids Strynadka N. C., 2001. Crystal structure of Res. 40, D343–D350. LexA: a conformational switch for regulation of Reid B. G., Fenton W. A., Horwich A. L., Weber-Ban self-cleavage. Cell 106, 585–594. E. U., 2001. ClpA mediates directional transloca- Maes M. B., Scharpe S., De M. I., 2007. Dipeptidyl tion of substrate proteins into the ClpP protease. peptidase II (DPPII), a review. Clin. Chim. Acta Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98, 3768–3772. 380, 31–49. Reuven N. B., Arad G., Maor-Shoshani A., Livneh Z., Massoulie J., Pezzementi L., Bon S., Krejci E., Val- 1999. The mutagenesis protein UmuC is a DNA lette F. M., 1993. Molecular and cellular biology polymerase activated by UmuD’, RecA, and SSB of cholinesterases. Prog. Neurobiol. 41, 31–91. and is specialized for translesion replication. J. Matrai J., Verheyden G., Kruger P., Engelborghs Y., Biol. Chem. 274, 31763–31766. 2004. Simulation of the activation of alpha-chy- Rhazi N., Charlier P., Dehareng D., Engher D., Ver- motrypsin: analysis of the pathway and role of meire M., Frere J. M., Nguyen-Disteche M., Fonze the propeptide. Protein Sci. 13, 3139–3150. E., 2003. Catalytic mechanism of the Streptomy- Matthews B. W., Sigler P. B., Henderson R., Blow D. ces K15 DD-transpeptidase/penicillin-binding M., 1967. Three-dimensional structure of tosyl-al- protein probed by site-directed mutagenesis and pha-chymotrypsin. Nature 214, 652–656. structural analysis. Biochemistry 42, 2895–2906. Medina E., Wieczorek D., Medina E. M., Yang Q., Richter R., Hejazi M., Kraft R., Ziegler K., Lockau Feiss M., Catalano C. E., 2010. Assembly and W., 1999. , a peptidase degrad- maturation of the bacteriophage lambda pro- ing the cyanobacterial reserve material multi-L- capsid: gpC is the viral protease. J. Mol. Biol. arginyl-poly-L-aspartic acid (cyanophycin): mo- 401, 813–830. lecular cloning of the gene of Synechocystis sp. Mistry D., Stockley R. A., 2006. IgA1 protease. Int J PCC 6803, expression in Escherichia coli, and Biochem. Cell. Biol. 38, 1244–1248. biochemical characterization of the purified en- Muhlenhoff M., Stummeyer K., Grove M., Sauer- zyme. Eur. J. Biochem. 263, 163–169. born M., Gerardy-Schahn R., 2003. Proteolytic Rotanova T. V., Botos I., Melnikov E. E., Rasulova processing and oligomerization of bacterio- F., Gustchina A., Maurizi M. R., Wlodawer A., phage-derived endosialidases. J. Biol. Chem. 278, 2006. Slicing a protease: structural features of 12634–12644. the ATP-dependent Lon proteases gleaned from Nam S. E., Kim A. C., Paetzel M., 2012. Crystal struc- investigations of isolated domains. Protein Sci. ture of Bacillus subtilis signal peptide peptidase 15, 1815–1828. A. J. Mol. Biol. 419, 347–358. Sauvage E., Herman R., Petrella S., Duez C., Bouil- Ochoa T. J., Clearly T. G., 2004. Lactoferrin disrup- lenne F., Frere J. M., Charlier P., 2005. Crystal tion of bacterial type III secretion systems. Bio- structure of the Actinomadura R39 DD-pepti- metals 17, 257–260. dase reveals new domains in penicillin-binding Ollis D. L., Cheah E., Cygler M., Dijkstra B., Frolow proteins. J. Biol. Chem. 280, 31249–31256. F., Franken S. M., Harel M., Remington S. J., Sil- Shariat-Madar Z., Mahdi F., Schmaier A. H., 2004. man I., Schrag J., 1992. The alpha/beta hydro- Recombinant prolylcarboxypeptidase activates lase fold. Protein Eng. 5, 197–211. plasma prekallikrein. Blood 103, 4554–4561. Paetzel M., Chernaia M., Strynadka N., Tschantz Shariat-Madar Z., Rahimy E., Mahdi F., Schmaier A. W., Cao G., Dalbey R. E., James M. N., 1995. Crys- H., 2005. Overexpression of prolylcarboxypepti- tallization of a soluble, catalytically active form dase enhances plasma prekallikrein activation of Escherichia coli leader peptidase. Proteins 23, on Chinese hamster ovary cells. Am. J. Physiol. 122–125. Heart Circ. Physiol. 289, H2697–H2703. Paetzel M., Dalbey R. E., Strynadka N. C., 2000. The structure and mechanism of bacterial type I sig- Proteazy serynowe i ich klasyfikacja według systemu merops 45

Smitha Rao C. V., Anne J., 2011. Bacterial type I sig- Wright C. S., Alden R. A., Kraut J., 1969. Structure nal peptidases as antibiotic targets. Future. Mi- of subtilisin BPN’ at 2.5 angstrom resolution. crobiol. 6, 1279–1296. Nature 221, 235–242. Sonawane V. C., 2006. Enzymatic modifications of Xue Y., Chowdhury S., Liu X., Akiyama Y., Ellman J., cephalosporins by cephalosporin acylase and Ha Y., 2012. Conformational change in rhom- other enzymes. Crit. Rev. Biotechnol. 26, 95– boid protease GlpG induced by inhibitor bind- 120. ing to its S’ subsites. Biochemistry 51, 3723– Valenti P., Berlutti F., Conte M. P., Longhi C., Se- 3731. ganti L., 2004. Lactoferrin functions: current Yin J., Deng Z., Zhao G., Huang X., 2011. The N-ter- status and perspectives. J. Clin. Gastroenterol. minal nucleophile serine of cephalosporin acy- 38, S127–S129. lase executes the second autoproteolytic cleav- Wang Y., Zhang Y., Ha Y., 2006. Crystal structure age and acylpeptide hydrolysis. J. Biol. Chem. of a rhomboid family . 286, 24476–24486. Nature 444, 179–180. Yu A. Y., Houry W. A., 2007. ClpP: a distinctive fam- Wang Y. X., Ulu A., Zhang L. N., Hammock B., 2010. ily of cylindrical energy-dependent serine prote- Soluble epoxide hydrolase in atherosclerosis. ases. FEBS Lett. 581, 3749–3757. Curr. Atheroscler. Rep. 12, 174–183. Zhang J., Ye F., Lan L., Jiang H., Luo C., Yang C. G., Webb E. C., 1993. Enzyme nomenclature: a personal 2011. Structural switching of Staphylococcus au- retrospective. FASEB J. 7, 1192–1194. reus Clp protease: a key to understanding prote- Wlodawer A., Li M., Gustchina A., Oyama H., Dunn ase dynamics. J. Biol. Chem. 286, 37590–37601. B. M., Oda K., 2003. Structural and enzymatic properties of the sedolisin family of serine-car- boxyl peptidases. Acta Biochim. Pol. 50, 81–102.