Etude Phytochimique De Plantes Médecinales Appartenant À La Famille Des Lamiaceae

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE UNIVERSITE MENTOURI-CONSTANTINE FACULTE DES SCIENCES EXACTES DEPARTEMENT DE CHIMIE N° d’ordre: Série: MEMOIRE Présenté pour obtenir le Diplôme de Doctorat d’etat en chimie

THEME

Etude phytochimique de plantes médecinales appartenant à la famille des Lamiaceae

PAR Ahmed KABOUCHE

DIRECTEUR DE LA THESE :

Zahia KABOUCHE

Anne universtaire :2005

D E D I C A C E S

Je dédie ce travail à:

Mes parents

Mes frères et sœurs

Ahmed Amin et Abderraouf R E M E R C I E M E N T S

Je tiens à remercier Le Professeur Zahia KABOUCHE, Directrice du Laboratoire d'Obtention de Substances Thérapeutiques (LOST) de m'avoir accueilli au sein de son laboratoire et de m'avoir guidé dans mes travaux. Qu'elle trouve ici le témoignage de ma profonde gratitude.

Je tiens également à remercier Le Professeur Salah RHOUATI de m'avoir fait l'honneur d'accepter la présidence du jury.

Mes remerciements les plus sincères vont aux professeurs Noureddine AOUF, Abdelkrim GOUASMIA et Mohamed BENKHALED et le docteur Aberrahmane TENIOU d'avoir accepté d'examiner ce travail.

Enfin, je remercie Les Professeurs Elisabeth SEGUIN, François TILLEQUIN (Université René Descartes, faculté de pharmacie) et Gulacti TOPCU (Université d'Istanbul, faculté de pharmacie) de m'avoir accueilli dans leurs laboratoires respectifs et de m'avoir permis de réaliser des analyses spectrales lors de mes stages.

SOMMAIRE

INTRODUCTION GENERALE P.1

PARTIE 1: ETUDE PHYTOCHIMIQUE ET BIOLOGIQUE P.7 DU GENRE SALVIA

CHAPITRE I :: ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE SUR LES DITERPENOIDES DU GENRE SALVIA

I-INTRODUCTION p.7

II - LES TERPENOIDES p.8 II-1- Définition p.8 II-2- Nomenclature p.8 II-3- Biosynthèse des terpènes p.9 II-3-a Formation du GGPP p.9 II-3-b Mode 1 p.11 II-3-c Mode 2 p.12 II-3-d- Formation des diterpènes bicycliques p.13 II-3-e- Formation des diterpènes tricycliques p.14 II-4- Synthèse totale des diterpènes p.15 II-5- Intérêt des diterpènes p. 22

III- TRAVAUX ANTERIEURS SUR LES DITERPENES ISOLES DU GENRE SALVIA

III-1- Les diterpènes monocycliques p.23 III-2- Les diterpènes bicycliques p.23 III-2.1- Les labdanes p.23 III-2.2- Les clérodanes et les néo-clérodanes p.24 III-2.3- Les séco-clérodanes p.25 III-2.4- Les clérodanes réarrangé III-3- Les diterpènes tricycliques p.26 III-3.1-Les pimaranes p.26 III-3.2- Les abiétanes p.26

III-3.3- Les cassanes p.31 III-4- Les diterpènes tétracycliques p.31 III-4.1- Les kauranes p.31

IV- STRUCTURES DES DITERPENES MONO- ET BICYCLIQUES

IV-1- Diterpène monocyclique p.32

IV-2- Diterpènes bicycliques (labdanes et nor-labdanes) p.32 IV-3- Diterpènes bicycliques (Clérodanes et néo-clérodanes ) p.33 IV- 4- Diterpènes bicycliques (séco-clérodanes) p.42 IV- 5- Diterpènes bicycliques (clérodanes réarrangés) p.43

IV- STRUCTURES DES DITERPENES TRICYCLIQUES

V-1- Diterpènes tricycliques (types pimaranes) p.45 V-2- Diterpènes tricycliques (types abiétanes) p.46 V-3- Diterpènes (du types cassane et kaurane) p.70 V- 4- Tableau 1 : 535 diterpènes isolés de 142 espèces p.71 du genre Salvia

BIBLIOGRAPHIE p.89

CHAPITRE II : DESCRIPTION DES TRAVAUX SUR LE GENRE SALVIA

I- INTRODUCTION p.104

II- ETUDE PHYTOCHIMIQUE DES RACINES DE SALVIA JAMINIANA DE NOE ET DE SALVIA BARRELIERI (ETTLING)

II-1- Place dans la systématique p.105 II-2- Description botanique du genre Salvia p.106 II-3-1 Description de l'espèce Salvia jaminiana II-3-2 Description de l'espèce Salvia barrelieri bicolor p.106

ii II-4-Matériel végétal p.106 II-4-1 Salvia jaminiana p.106 II-4-2 Salvia barrelieri p.107 II-5-1 Extraction et séparations chromatographiques des p.107 racines de Salvia jaminiana II-5-2 Extraction et séparations chromatographiques des p.110 racines de Salvia Barrelieri

III- IDENTIFICATION DES PRODUITS p.115 III-1 Salvia jaminiana p.115 III-1.1-Identification du produit 1 p.115 III-1.2-Identification du produit 2 p.124 III-1.3-Identification du produit 3 p.127 III-1.4-Identification des produits 4, 5, 6 p.140 III-1.5-Identification du produit 7 p.147

II-2 Salvia barrelieri p.157

III-2.1-Identification du produit 8 p.157 III-2.2-Identification du produit 9 p.167 III-2.3-Identification du produit 10 p.173 III-2.4-Identification du produit 11 p.178 III-2.5-Identification du produit 12 p.184 III-2.6-Identification du produit 13 p.191

III- ETUDE DE L'ACTIVITE ANTI-BACTERIENNE DES RACINES DE SALVIA JAMINIANA

1- Bactéries et méthode utilisées p.200 2- Résultats et discussion p.200

CONCLUSION p.201 BIBLIOGRAPHIE p.202

iii

PARTIE II: ETUDE PHYTOCHIMIQUE DU PHLOMIS CRINITA TRAVAUX ANTERIEURS SUR LE GENRE PHLOMIS

CHAPITRE I: TRAVAUX ANTERIEURS SUR LE GENRE PHLOMIS

I-INTRODUCTION p.205 II- USAGES TRADITIONNELS ET ACTIVITES p.205 BIOLOGIQUES DES ESPECES PHLOMIS III- LES PRINCIPAUX METABOLITES SECONDAIRES p.207 DU GENRE PHLOMIS III-1 LES FLAVONOIDES p.207 III-1.a Introduction p.207 II-1. b Biosynthèse p.209 III-1.c Distribution des flavonoides chez la famille p.212 des lamiaceae III-1.d Intérêts biologiques des flavonoides p.213 III-1.e Les flavonoides du genre phlomis p.213

III-2 LES PHENYLETHANOIDES (OU PHENYLPROPANOIDES) p.219 III-2.a. Biosynthèse p.219 III-2.c Les phényléthanoides (ou phénylpropanoides) p.220 du genre Phlomis BIBLIOGRAPHIE p.226

CHAPITRE II: EXTRACTION, SEPARATION ET IDENTIFICATION DES METABOLITES SECONDAIRES DE LA PARTIE AERIENNE DU PHLOMIS CRINITA

I-INTRODUCTION p.231

II-DESCRIPTION DES TRAVAUX p.231

1- Matériel végétal p.231

a- Classification dans la systématique botanique p.231 b- Description de l'espèce p.231

iv 2- Travaux d'extraction et de séparations chromatographiques : p.232

a- Séparation des métabolites secondaires de la phase acétate p.233 b- Séparation des métabolites secondaires de la phase butanolique p.233

3- Identification des produits isolés p.234

a- Produit F1 p.234

b- Produit F2 p.239

c- Produit F3 p.258

d- Produit F4 p.265

BIBLIOGRAPHIE p.276

PARTIE III: ANALYSE GC/MS ET ETUDE DE L'ACTIVITE ANTI-BACTERIENNE D'HUILES ESSENTIELLES DU GENRE THYMUS

CHAPITRE I: ANALYSE GC/MS ET ETUDE DE L'ACTIVITE ANTI-BACTERIENNE DES HUILES ESSENTIELLES DU THYMUS NUMIDICUS ET DU THYMUS FONTANESII

I-INTRODUCTION p.277

II- APERCU BIBLIOGRAPHIQUE SUR LES HUILES p.280 ESSENTIELLES DU GENRE THYMUS 1- Introduction sur le genre Thymus p.280 III- DESCRIPTION DES TRAVAUX D'EXTRACTION ET p.286 D'ANALYSE DES HUILES ESSENTIELLES DU T. NUMIDICUS ET DU T. FONTANESII 1- Matériel végétal p.286 a- Thymus numidicus p287 a-1. Situation du Thymus numidicus dans son contexte systématique

v a-2. Caractéristiques de l'espèce T. numidicus Poiret: p.286 b- Thymus fontanesii p.287. b-1.Classification dans la systématique p.287 b-2. Caractéristiques de l'espèce Thymus fontanesii p.284 2-Extraction p.288 3- Analyses GC et GC/MS p.289 4- Résultats et discussion p.289

a- Composition de l'huile essentielle du du T. numidicus b- Composition de l'huile essentielle du T. fontanesii IV- EVALUTATION DE L'ACTIVITE ANTI-BACTERIENNE p.291 DES HUILES ESSENTIELLES DU T. NUMIDICUS ET DU T. FONTANESII a- Activité anti-bactérienne comparative des huiles essentielles p.295 du Thymus numidicus et du Thymus numidicus

CONCLUSION p.297 BIBLIOGRAPHIE p.298 PARTIE EXPERIMENTALE p.303

CONCLUSION GENERALE p.308 ANNEXE Résumés (Français, arabe, anglais)

vi INTRODUCTION GENERALE

La phyto-aromathérapie concerne l'emploi associé de la phytothérapie (ou thérapeutique par les plantes) et de l'aromathérapie (ou thérapeutique par les essences végétales ou huiles essentielles). Depuis des millénaires, l'utilisation des plantes fut le principal recours de l'homme pour lutter contre la maladie. Les premières traces connues des modes de préparation et d'indications dont les vertus bénéfiques ont été transmises de génération en génération, remontent à plus de 6000 ans. Les égyptiens savaient utiliser de nombreuses médications tirées de plantes. Ils savaient anesthésier par des macérations de plantes dans des vins. Plus tard, de nombreux médecins firent état, dans leurs travaux, de plantes qu'ils utilisaient abondamment. C'est ainsi qu'Hippocrate mentionne plus de 250 plantes utilisées dans sa thérapeutique. Dioscorides en décrit, dans "de materia medica"1, environ 800. Les Romains, eux aussi, firent état de nombreuses plantes et de leurs applications médicales.

C'est en Chine que la phytothérapie a connu son heure de gloire qui ne cesse de briller jusqu'à ce jour2. La situation de la médecine en Chine, très enviable par les chercheurs des autres pays, doit sa victoire à ses fondateurs ou premiers herboristes tel que le légendaire empereur Shennong (2737-2698 av. J-C.) qui, d'après les récits rapportés, lui-même expérimentait les plantes au point de s'empoisonner 70 fois par jour. Il écrivit le premier classique sur 100 plantes médicinales s'intitulant: les plantes, longévité, nutrition et soins. Puis, ce fut l'empereur Houang-Li (2697-2597 av. J-C.) qui écrivit un deuxième classique et ainsi, d'une dynastie à une autre, des ouvrages décrivant des milliers de plantes médicinales ont été élaborés. Aujourd'hui à Taiwan, il y a des milliers de praticiens en médecine herboriste. Peu à peu, on ne se contenta plus de préconiser l'emploi des plantes telles qu'on les trouvait dans la nature, mais on se mit à en extraire les principes actifs. La médecine herboriste chinoise est très riche; on estime à des milliers de remèdes sous formes de pilules, poudres, onguents, capsules ou sous forme liquide.

En Occident, à partir du 18ème siècle, le prodigieux développement de la chimie permit de synthétiser des substances médicamenteuses dont l'indéniable efficacité entraîna peu à peu le déclin des vieilles recettes végétales: La thérapeutique de synthèse est née mais la médecine douce à base de plantes n'a pas cessé d'exister.

1 Ce n'est qu'au 19ème siècle que les principes actifs ont commencé à être isolés des plantes. La découverte de la quinine isolée du Cinchona bark par les chercheurs français J.B. Caventon et J.B. Pelletier3 a encouragé les chercheurs à isoler d'autres médicaments à partir de plantes médicinales. Avant la 2ème guerre mondiale, une série de produits naturels de source végétale, sont devenus des agents chimiques utilisés jusqu'à ce jour. Nous citerons, la quinine (Cinchona ledgeriana), la morphine (Papaver somniferum) découverte par le pharmacien prussien F.W.A. Serturner en 1803, la codeïne (Papaver somniferum) découverte par Robiquet en 1832, la digitoxine (Digitalis purpurea) et bien d'autres agents à activités diverses4-6. Dans la période entre 1960 et 1985 la mortalité due au cancer a touché 58% d'hommes et 40% de femmes. Aujourd'hui, beaucoup plus de femmes meurent du cancer. La vinblastine et la vincristine, isolées du Catharantus roseus7, figurent dans la liste des premiers médicaments anti-cancéreux. Depuis la découverte au pacifique du taxol (Taxus brevifolia)8 possédant une activité anti-tumorale, l'industrie pharmaceutique a développé son intérêt aux agents issus de sources naturelles.

Depuis quelques années, un nombre croissant de médecins et de pharmacologues redécouvrent avec intérêt la valeur thérapeutique et l'innocuité des végétaux. Ainsi, renaît la phytothérapie et l'une de ses branches principales, l'aromathérapie qui utilise les essences végétales. Les agents cliniques sont recherchés pour guérir des maladies dues aux tumeurs, aux virus et au dysfonctionnement du système nerveux central (CNS) (Alzheimer, Parkinson, épilepties, migraine, Syndrome de fibromialgie myofaciale, troubles du sommeil etc…).

En Algérie, pays très riche dans sa bio-diversité florale, la médecine traditionnelle y a sa place mais on ne voit pas cette complémentarité de la phytothérapie à la médecine. Botanistes, phytochimistes, pharmacologues et médecins cliniciens sont appelés à conjuguer leurs connaissances scientifiques pour que la phytothérapie soit une discipline thérapeutique officielle comme c'est le cas dans plusieurs pays (Chine, Turquie, etc…).

Notre travail s'insère dans les programmes de recherche développés par le Laboratoire d'Obtention de Substances Thérapeutiques (LOST). Il se veut une contribution à l'étude phytochimiques et biologiques de plantes médicinales

2 appartenant à la famille des Labiées (Lamiaceae). La famille des Lamiaceae comprend près de 200 genres dont la plupart ont une importance économique due à leur production d'huiles essentielles. Des études biologiques d'huiles essentielles d'espèces du genre Thymus ont montré leurs activités, anti-microbiennes, anti- inflammatoires, en plus de leurs utilisations en cosmétique et en agro-alimentaire9-15. L'Algérie est l'un des pays les plus riches en variétés d'espèces du Thym qui est la plante la plus utilisée en médecine traditionnelle comme expectorant, antispasmodique, anti-tussif, etc…

Un très grand nombre de genres de la famille des Lamiaceae sont des sources riches en terpénoides, flavonoides et iridoides glycosylés. Le genre Phlomis, comptant près de 100 espèces, est particulièrement riche en flavonoides, phényléthanoides, phénylpropanoides et en iridoides glycosylés. Le genre Salvia (sauge), comprenant près de 900 espèces, majoritairement distribuées au Mexique, en Chine et en Turquie, est plus riche en diterpénoides. Les sauges chinoises, S. przewalski16 et S. miltiorrhiza17-18, communément appelée "Danshen" sont très utilisées en Chine, pays où la phytothérapie fait bon ménage avec la médecine, pour traiter certains cancers. Les espèces, chinoise S. prionitis19,20 et turque S. multicaulis21,22 sont connues pour leur activité anti-tuberculeuse. Depuis des millénaires, le genre Phlomis est utilisé en médecine traditionnelle turque et chinoise comme stimulant, tonique sédatif et cicatrisant23-26. En plus des flavonoides très connus pour leurs activités biologiques, les phényléthanoides, principaux métabolites secondaires du Phlomis; ont des effets immunosuppresseurs27, cytotoxique et cytostatique28-29, anti-inflammatoire, antinociceptif, antimicrobien30-31 etc…. Les iridoides glycoisides, autres métabolites secondaires importants de ce genre, possèdent des activités biologiques diverses; ils peuvent être cholérétiques, purgatifs, hépato-protecteurs, vaso-constricteurs, antimicrobiens, analgésiques, anti-tumoraux, sédatifs et anti-inflammatoires32,33.

A la lumière de ces données, nous avons choisi d'étudier des espèces endémiques des genres Salvia (S. jaminiana et S. barrelieri), Phlomis (P. crinita) et Thymus (T. fontanesii et T. numidicus) en fixant comme principal objectif, l'extraction, la séparation et l'identification des métabolites secondaires des parties aériennes des espèces P. crinita et des racines des espèces endémiques S. jaminiana et

3 S. barrelieri. L'analyse des huiles essentielles des espèces T. fontanesii et T. numidicus ainsi que l'activité antibactérienne de ces huiles et des racines de S. jaminiana sera également abordée.

Ainsi, ce manuscrit est divisé en 3 parties, chacune concerne un genre (Phlomis, Salvia et Thymus). Les deux premières parties comportent chacune un chapitre bibliographique et un chapitre de description des travaux. La troisième partie comprend 1 chapitre comportant une étude bibliographique des huiles essentielles du genre Thymus suivie de la description des travaux d'analyse GC et GC/MS des huiles des espèces endémiques T. fontanesii, T. numidicus ainsi que de l'étude de l'activité anti-bactérienne de ces huiles.

4 BIBLIOGRAPHIE

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5 18. H. Ginda, T. Kusumi, M. O. Ishitsuka, H. Kakisawa, W. Zhao, J. Chen, Y. Guo, Tetrahedron Lett., 1998, 29, 4603. 19. L. Z. Lin, G. A. Cordell, Phytochemistry, 1989, 28, 2846. 20. M. Li, J. S. Zhang, Y. M. Ye, J. N. Fang, J. Nat. Prod., 2000, 63, 139. 21. A. Ulubelen, G. Topcu, C.B. Johansson, J. Nat. Prod., 1977, 60, 1275. 22. A. Ulubelen, N. Tan, U. Sonmez, G Topcu, Phytochemistry, 1998, 47, 899. 23. T. Baytop, Therapy with medicinal plants in Turkey (Past and present), Istanbul, publications of Istanbul University, 1984, 3255, pp.216-217. 24. E. Yesilada, I. Gûrbûz , A compilation of the studies on anti-ulcerogenic effects of medicinal plants. Recent progress in medicinal Plants, Vol. II, In: S. Singh, V.K. Singh, J.N. Govil. Ed. Phytochemistry and Pharmacology, SCI Tech Publishing LLC, Houston, Texas, 2002, pp. 111-124. 25. F. Tammaro, G. Xepapadakis, J. Ethnopharmacol., 1986, 16, 167. 26. C. Zhang, C. Li, SI Feng, J.G. Shi, Phytochemistry, 1991, 30, 4156. 27. H. Sasaki, H. Nishimura, T. Morata, M. Chin, H. Mitsuhashi, Y. Komatsu, H. Maruyama, T. Guo-rui, H. Wei, X. Yu-Long, Planta Med., 1989, 55, 458. 28. I. Saracoglu, M. Inoue, I. Calis, Y. Ogihara, Biol. Pharm. Bull., 1995, 18, 1396. 29. I. Saracoglu, U.S. Harput, K. Kojima, Y. Ogihara, Hacettepe Universitesi Eczacilik Fakultesi Dergisi, 1997, 17, 63. 30. U.B. Ismailoglu, I. Saracoglu, U.S. Harput, I. Sahin-Erdeli, J. Ethnopharmacol., 2002, 79, 193. 31. M.S. Kamel, K.M. Mohamed, H.A. Hassanean, K. Ohtani, R. Kasai, K. Yamasaki, Phytochemistry, 2000, 55, 353. 32. P. Sarkhail, M. Abdollahi, A. Shafiee, Pharmacol. Res., 2003, 48, 263. 33. O. Sticher, Plant mono-, di- and sesquiterpenoids with pharmacological or therapeutical activity. In: Wagner, H., Wolff, P. Ed. New Natural Products and Plant drugs With Pharmacological, Biological or Therapeutical Activity. Springer-Verlag, New York, Berlin, 1977. 33. J. Hôlzel, The genus Valerian. In: P. J. Houghton, Ed. Valerian, Harwood Academic Publishing, Amsterdam, 1997.

PARTIE I

ETUDE PHYTOCHIMIQUE DES RACINES D'ESPECES DU GENRE SALVIA

CHAPITRE I

ETUDE PHYTOCHIMIQUE DES RACINES D'ESPECES DU GENRE SALVIA

I - INTRODUCTION

Les Lamiaceae constituent une famille très diversifiée avec 224 genres et environ 4000 espèces1. Elle est aussi bien répandue dans les zones tropicales que dans les zones tempérées du monde. La plus grande diversité est rencontrée selon cet ordre: le bassin méditerranéen, l'Asie centrale, le continent Américain, les Iles du pacifique, l'Afrique équatoriale et la Chine.

Un des traits les plus caractéristiques de cette famille réside dans le fait que plusieurs genres renferment des terpènes qui sont responsables de l'odeur aromatique de ces plantes et qui sont utilisés dans la médecine traditionnelle et dans les plats de cuisine2. Du point de vue chimique, cette famille a fait l'objet d'intenses investigations dans le but d'isoler différents types de composés. Parmi les genres qui sont en cause, on cite : Ajuga, Rhabdosia, Teucrium, Salvia, Scutellaria, Stachys, Leonurus, Ballota, Coleus, Thymus, Phlomis. Ces études ont permis d'isoler un grand nombre de métabolites secondaires tels que les stérols, flavonoides, iridoides, sesquiterpènes, diterpènes et triterpènes3-7.

Les études phytochimiques du genre Salvia ont permis d'établir un profil chimique pour ce genre. On rencontre fréquemment les stérols tels que le β-sitostérol et le stigmastérol et les flavonoides dans les parties aériennes. Les triterpènes dérivant du squelette de base de l’oléanane, dammarane, ursane ainsi que des composés phénoliques ont été isolés de ce genre. Les diterpènes du type labdane, clérodane, pimarane, abiétane, isolés de ce genre, sont utilisés comme des marqueurs taxonomiques à différents niveaux8.

Il a été montré que le contenu des espèces du genre Salvia en diterpènes est en relation avec leurs distributions géographiques et leurs classifications botaniques en sous-genres selon la classification de Bentham9. Les résultats des études phytochimiques de plusieurs espèces du genre Salvia du Mexique (sous-genre Calosphaceae) ont permis d'établir une relation étroite entre le contenu en diterpènes des espèces et leurs sections taxonomiques9.

7 II - LES TERPENOIDES

II-1- Définition Les terpénoïdes constituent sans doute le plus vaste ensemble connu des métabolites secondaires des végétaux, ce sont des molécules polyéniques qu'on trouve également dans le règne animal. En 1887, O. Wallach envisageait que les terpènes devaient être construits à partir d'unités isopréniques10. Cette hypothèse a été transformée par Ruzicka11 (1953), en une règle générale qui postule que chaque groupe de terpènes est issu de la condensation " tête-à-queue" d'un nombre variable d'unités isopréniques. Les terpènes sont subdivisés, selon le nombre d'entités isoprène qui sont incorporés dans leurs structures, en monotepènes (C10), sesquiterpènes (C15), diterpènes (C20), sesterpènes (C25), triterpènes (C30).

II-2- Nomenclature La numérotation des différents types de diterpènes qui est utilisée de nos jours est celle qui est préconisée par Rowe12 dans son ouvrage: la nomenclature systématique des diterpènes cycliques. On illustre quelques exemples (Schéma 1).

16 12 12 17 11 13 11 20 13 1 14 15 16 1 14 15 2 9 17 10 8 2 9 10 8 5 7 3 4 6 5 7 3 4 6

19 18 19 18 Labda-14-ène Pimarane

17 12 15 12 11 13 16 20 11 17 20 13 1 14 1 14 16 9 2 9 2 10 8 10 8 7 3 5 7 15 3 4 5 6 4 6

18 19 18 19 Abiétane Kaurane Schéma 1

8 II-3- Biosynthèse des terpènes

Les trois séquences réactionnelles fondamentales qui justifient l'existence de tous les terpènes et même des stéroides sont les suivantes : a- Formation des unités réactives en C5 à partir de l'acétate, via le mévalonate. b- Couplage tête-à-queue des unités isopréniques impliquées dans la formation des mono-sesqui, di, sester- et polyterpènes. c- Couplage queue-à-queue des unités en C15 et en C20 permettant l'élaboration des précurseurs des triterpènes et des carotènes. Nous nous sommes intéressés dans ce qui suit à la biosynthèse des diterpènes13-17.

II-3-a Formation du GGPP Dans l'étape initiale du processus, deux molécules d'acétyl-CoA se condensent grâce à une β-cétotriolase (1) pour conduire à l'acétoacétyl-CoA qui, à son tour, réagit sur une troisième molécule d'acétyl-CoA en présence d'une enzyme condensante 3- hydroxy-3-méthylglutaryl-coenzyme synthase (2) pour former le 3-hydroxy-3- méthylglutaryl-coenzyme A (Schéma 2). OH (1) + CH3COSCoA 2 CH COSCoA SCoA 3 (2) CO2H O O CoASH O SCoA

HMG CoA Schéma 2

La réduction du carbonyle, combiné au CoA en alcool, mène à l'acide mévalonique (MVA). Elle est catalysée par une enzyme réductase (HMG-CoA réductase) (3) et en présence de NADPH (Schéma 3).

OH 2 NADPH,H+ 2NADP+ OH

(3) CO2H CO2H O SCoA - CoASH HO

MVA Schéma 3

L'acide mévalonique subit une double phosphorylation par l'ATP, en présence de la mévalonate kinase (4a) et la phosphomévalonatekinase (4b), lui cédant ainsi deux groupements phosphates pour former un pyrophosphate (Schéma 4).

OH OH 2 ATP 2 ADP

( 4a, 4b) CO2H CO2H PPO HO

Schéma 4

Une nouvelle phosphorylation permet d'activer l'acide mévalonique pyrophosphate facilitant ainsi sa décarboxylation en présence du mévalonate 5- diphosphate décarboxylase (5) pour conduire au matériau de construction des terpènes, le pyrophosphate d'isopentényle (schéma 5).

OH OP ATP ADP

(5) CO2H PPO PPO O O Pi CO2 PPO H IPP Schéma 5

Le pyrophsphate d'isopentényle (IPP) s'isomérise en pyrophosphate de diméthylallyle (DMAPP), par addition d'un proton du milieu suivie d'une élimination du H-pro-2R (Schéma 6):

H + H+ PPO - H+ PPO PPO

Schéma 6

Une addition stéréosélective du DMAPP sur la double liaison de l'IPP, en présence de la GPP synthase, conduit au géranylpyrophosphate (GPP), précurseur des monoterpènes (Schéma 7).

HZ HR OPP + OPP HE HS OPP HZ HE HS DMAPP IPP GPP Schéma 7

L'addition du GPP sur l'IPP se fait également par un couplage tête à queue conduisant au farnésylpyrophosphate (FPP) et ainsi de suite pour former le (GGPP) par addition du FPP sur l'IPP, qui est la matière première de tous les diterpènes (Schémas 8, 9).

HR OPP OPP + OPP

GPP IPP FPP Schéma 8

OPP OPP + OPP

FPP IPP GGPP Schéma 9

Il existe deux modes de cyclisation du GGPP (précurseur) :

II-3-b Mode 1 - Cyclisation induite par le départ du groupe pyrophosphate, formation d'un carbocation et alkylation d'une double liaison par celui-ci. Il s'agit le plus souvent

11 de celle de l'isopropylidène terminal, ce qui conduit à la formation d'un macrocycle. Le cation macrocyclique poly-insaturé est très réactif. Il peut être stabilisé (ex : élimination d'un proton, formation de cembrène) ou, et c'est fréquent, conduire à une structure polycyclique par substitution nucléophile intramoléculaire (taxane, tigliane…..) (Schéma 10).

OPP

Schéma 10 II-3-c Mode 2 - Cyclisation acido-catalysée du GGPP similaire à celle qui intervient dans l'élaboration des triterpènes mais sans époxydation préalable; il se forme un décaline substituée. Cette cyclisation conduit à des diterpènes bicycliques, elle peut se poursuivre pour donner lieu à des diterpènes tricycliques ou à des diterpènes tétracycliques (Schéma 11). OPP OPP

H+

Schéma 11

12 II-3-d- Formation des diterpènes bicycliques La cyclisation acido-catalysée du GGPP peut conduire à deux séries d'énantiomères qui diffèrent par des configurations opposées des carbones 5, 9, 10. La série est dite normale lorsque la fusion des cycles A et B est identique à celle des stéroides et ent "enantio" lorsque c'est l'antipode (Schéma 12).

H OPP Série normale

H+

H Série énantio Schéma 12

Le réarrangement le plus fréquent implique un déplacement de protons et de méthyles et conduit aux clérodanes, on l'appelle réarrangement friedo (Schéma 13). R R H H+ H H

18 H 19

H Schéma 13

Les néoclérodanes ont des configurations des carbones C5, C8, C9, C10, inversées à celle des clérodanes.

II-3-e- Formation des diterpènes tricycliques Lorsque le pyrophosphate du labdane agit en tant que groupe partant, il se forme un carbocation qui se cyclise de différentes façons. L'attaque du C13 par la double liaison exocyclique, la migration de la double liaison 13(14) suivie de la

13 stabilisation du cation par élimination d'un proton en C7 ou C14 ou même en C9, conduit ainsi aux pimaranes et leurs dérivés (Schéma 14). La migration du méthyle en

C13 sur le groupement vinyle du pimarane conduit aux abiétanes. Le déplacement du méthyle en C13 du pimarane sur le C14 ou la migration de l'isopropyle de l'abiétane au

C12 ou C14 conduit à une autre classe de diterpènes appelée cassane. Le déplacement du méthyle en C10 à C9 dans les pimaranes conduit aux rosanes.

3-f Les diterpènes tétracycliques Les enchainements tétracycliques sont, pour leur part, issus de la cyclisation du cation ent-pimarényle. Le schéma 15 illustre certaines de ces possibilités de cyclisations.

OPP 15 16

13 17 14 9 + 8 7

H+ Abiétane

Cassane

Rosane Schéma 14

14 +

ent-beyranes

ent-kauranes ent-atisanes squelette des gibberilines Schéma 15

II-4- Synthèse totale des diterpènes

Des travaux sur la synthèse totale des diterpènes ont été décrits en 1968, Par H. KAKISAWA et Coll18., puis quelques années après, par NASIPURI et Coll19. Ces structures ont été obtenues par des séries de réactions classiques. En l'occurrence, ils ont préparé le miltirone (10) en 9 étapes à partir d'un produit commercial le 2- isopropylphénol 1 (schéma 16).

OMe OMe

OH OMe

c a b H2OC H2OC

O 1 2 3 4

OMe OMe OMe

OH O d e f

CO2Me CO2Me 5 6 7

15 O OMe OH O

i j g,h

8 9 10

Réactifs et conditions : (a) Me2SO4, aq.NaOH; (b) (CH2CO)2O, AlCl3, C6H5NO2; (c) Zn /HgCl2, HCl, chaleur; (d) P2O5, H3PO4, chaleur; (e) Zn, BrCH2CH=CHCO2Me, THF, ultrasons; (f) H2 / Pd-C, 280-300 °C; (g) MeMgI, Et2O; (h) P2O5, H3PO4, chaleur; (i) BBr3, CH2Cl2, 0°C; (j) : sel de Fremy (nitrosodisulfonate de potassium), KH2PO4, H2O.

Schéma 16

La même stratégie de synthèse a été suivie pour préparer la 1,2- didéhydromiltirone (15) en 12 étapes et la 4-méthylène-miltirone (19) en 10 étapes (schémas 17 et 18).

OMe OMe OMe

O OH

b a

12 8 11

OMe OH O O

d c e

13 14 15

Réactifs et conditions : (a) PCC (chlorochromate de pyridinium), CH2Cl2; (b) NaBH4, EtOH; (c) MsCl (chlorure de mésyle), Et3N, CH2Cl2; (d) NaH, CH3CH2SH, DMF; (e) Sel de Fremy, KH2PO4, CH3COCH3.

Schéma 17

16 OMe OMe OMe

a, b c,d

CO2Me 17 7 O 16 O OH O

f e

19 18

Réactifs et conditions : (a) KOH, H2O, chaleur; (b) PPA (Acide polyphosphorique), 60-70 °C; (c) MeSiCH2Cl, Mg, Et2O, (CH2)2Br2; (d) KH, THF; (e) NaH, CH3CH2SH, DMF,150°C; (f) Sel de Fremy, H2O, CH3COCH3.

Schéma 18

KRISHNA et Coll20. ont synthétisé un diterpène monocyclique, le (±) 2,6- diméthyl-10-(p-tolyl)undeca-2,6-(E) diène (20), en faisant réagir la géranylacétone avec le p-bromotoluène selon la réaction de Grignard.

Une nouvelle voie de synthèse des métabolites secondaires de Salvia miltiorrhiza21-23, basée sur la réaction de Diels Alder du 3-méthyl-4,5-benzofuradione avec des dérivés appropriés du vinylcyclohexène, sous haute pression (11 kbar) ou par l'intermédiaire des ultrasons, a conduit à la tanshinone II A (28) (schéma 19).

On signale que SNYDER et Coll. ont utilisé également des dérivés vinylcyclohexènes optiquement purs pour réaliser la synthèse asymétrique du

17 tanshinonate de méthyle (29), du tanshindiol B (30), de la 3-hydroxytanshinone (31) et de la tanshinone II B (32) (Schéma 19).

SnBu3 1) LDA Pd(PPh3)4 X X O 2) PhN(SO2CF3)2 X OTf LiCl, THF, reflux Y Y Z Y Z Z 23 21 22 O O O O ultrasons O + X X Y Z O Y Z 24 23 25 O O O O

SiO2 O DDQ O air benzène X X Y Z Y Z 26 27 O O O O O O

O O O

MeO C HO 2 HO 28 29 30 O O O O

O O

OH 31 32

*DDQ : 2,3-dichloro-5,6-dicyano-1,4-benzoquinone

Schéma 19

Les travaux de TADA et Coll24. ont abouti à la synthèse énantiosélective totale du (+) et (-) ferruginol (38) grâce à la cyclisation asymétrique d'un polyène. 12 abiétanes issus des plantes ont été également synthétisés par la même équipe de chercheurs à partir d'un intermédiaire de synthèse du 12-méthoxy-6,7-déhydroferruginol (36), qui est préparé en deux étapes à partir du 7-carboxy-12-methoxyferruginol (35), lui-même obtenu par cyclisation d'un polyène. Les diterpènes préparés sont les suivants : Le ferruginol (38), le 11-hydroxy-12-oxo-7,9(11),13-abietatriene (40), le royleanone (42), le deméthylcryptojaponol (45), la salvinolone (47), le sugiol méthyl ether (49), le sugiol (50), le 5,6-déhydrosugiol méthyl ether (52), le 5,6-déhydrosugiol (53), le 6β-hydroxyferruginol (23) et la taxodione (25) (Schémas 20-22).

OMe OMe OMe

COOR COOH COOH

34 33 35 OH OMe OMe

c d b

37 38 36

19 OH OBz OBz O HO O

O O e g h

39 41 42 i f OBz O OBz AcO HO AcO

O 44 40 43 OBz l k OH OH AcO HO HO

m O O O Cl 47 46 45

Réactifs et conditions : (a) Me2CHCl, AlCl3, CH2Cl2, 40°C, 40h, 80,9 %; (b) LTA (tétraacétate de plomb), Cu(OAc)2, quinoline, 125°C, 16h, 87.4 %; (c) H2, Pd/C, EtOAc, 98.3 % (d) BBr3, CH2Cl2, 0-5°C, 2h, 94.9 %; (e) BPO (péroxyde de benzoyle), CHCl3, 7h, 71.4 %. (f) i. DIBAL-H, THF, -15°C, 3h; ii O2, 15.1 %; (g) mCPBA (Acide m-chloroperbenzoique), CH2Cl2, 12h, 42.3 %; (h) NaHCO3, MeOH- H20, reflux, 85 %; (i) acétate d'isopentènyle, TsOH, PhMe, reflux, 5h, 76.7 %; (j) CrO3, AcOH, 65.9 %; (k) NaHCO3, MeOH-H2O, reflux, 96.3 %; (l) SO2Cl2, CCl4, 60°C, 40 h, 94.9%; (m) i. LiCl, pyridine, reflux, 10h; ii. NaHCO3, MeOH-H2O, reflux, 1h, 87.8%.

Schéma 20

OMe OMe

a 36 +

OH OH

48b 48a

Réactifs et conditions : (a) i : BH3, THF, t.a, 12h ; ii : H2O2-30% NaOH, t.a, 6h, 2 étapes, 72% ; (b) Réactif de Jones, acétone, 0°C, 20 min,, 85% ; (c) : EtSH, NaH, DMF, 120°C, 3h, 98.7% ; (d) : SO2Cl2, CCl4, t..a, 20h, 97.7 % ; (e) : LiCl, pyridine, 110°C, 5h, 85.9% ; EtSH, NaH, DMF, 110°C, 3h, 96.6% .

OMe OH

b c

O O

49 50

d OH OMe OMe

e f O O O Cl 53 52 51

Schéma 21

OMe OH

b 36 a

O O 54 55 OH OBz O HO HO

c d e

OH OH O

56 57 58

Réactifs et conditions : (a) i. mCPBA, CHCl3, 3-8°C, 5h; ii. TsOH, CHCl3, reflux, 2h, 61.4%; (b) BBr3, CH2Cl2, 20°C, 2.5h, 60.6 %; (c) LiAlH4, THF, reflux, 1h, 80.2%; (d) BPO, CHCl3, 35°C, 48h, 72.4%; (e) i. LiAlH4, THF, reflux, 1.5; ii. Réactif de Jones, acétone, 0°C, 5min, 97.9 %.

Schéma 22

II-5- Intérêt des diterpènes

Les diterpènes sont abondants chez les Lamiales et les Astérales – plus de 1200 produits répartis en une centaine de squelettes ont été décrits chez les seules Astéraceaes – Ils sont plus dispersés chez les Gentianales, les Géraniales et les Fabales10. Ils suscitent un grand intérêt, certains sont très connus tels que le taxol qui est un diterpène complexe isolé en 1962 de l'écorce des troncs de l'if du pacifique Taxus brevifolia. Il constitue une nouvelle arme cliniquement approuvée très efficace dans l'arsenal contre le développement des tumeurs cancéreuses chez l'homme. En 1994 les chimistes de synthèse sont parvenus à deux synthèses totales de cette molécule organique qu'est le taxol25.

Les diterpènes sont pourvus des propriétés thérapeutiques suivantes : - anti-hypertensive de la forskoline isolée du Plectranthus barbatus10, 10 - anti-rétrovirale de la prostratine d'Homothantus nutans , - anti-tumorale 26-28, - anti-inflammatoire et analgésiques du borjatriol isolé de Sedretis mugronensis10. - anti-oxydante des diterpènes phénoliques du Romarin et de la Sauge29, - édulcorante du stévioside de l'herbe sacrée du Paraguay30, - hallucinogène marquée de salvinorine A, diterpène actif de Salvia divinorum31, -antibactérienne du totarol et du ferruginol vis-à-vis du MRSA32 (Staphylococcus aureus résistant au méthicilline), - antivirale33, 34-36 - antibiotique , - antimalarique37.

22 III- TRAVAUX ANTERIEURS SUR LES DITERPENES ISOLES DU GENRE SALVIA

Nous avons inventorié 535 diterpènes appartenant au genre Salvia, ils sont répartis dans différents types, catégories et groupes. Les structures sont représentées dans les diagrammes 1 et 2 (pages 32 et 45) et les noms sont dressés dans le tableau 1 (page 73).

III-1- Les diterpènes monocycliques (composé 1)

A notre connaissance un seul diterpène monocyclique, le 2,6-diméthyl-10-(p- tolyl)undeca-2,6-(E)-diène a été isolé du genre Salvia, il est caractérisé par un cycle aromatique et une longue chaîne latérale

III-2- Les diterpènes bicycliques Ils sont constitués de 4 types: - les labdanes, - les clérodanes et les néo-clérodanes, - les séco-clérodanes, - les clérodanes arrangés

III-2.1- Les labdanes (composés de 2 à 18)

Les labdanes ont comme squelette de base celui de la décaline (Schéma 23).

16 12 11 13 20 14 1 17 15 2 9 10 8 3 4 5 7 6 H 19 18 Schéma 23 Le carbone 4 porte 2 méthyles, le carbone 10 porte un méthyle en position β et le carbone 9, une chaîne latérale de 6 carbones. Ce type de diterpènes possède

également une double liaison exocyclique en C8 (les composés 2 et 8) qui peut être

23 réduite en 8α-OH, 8β-Me (composés de 4 à 6). Dans certains composés, il se produit une lactonisation de la chaîne latérale en C8 (composés de 12 à 16, page 33) ou une epoxydation en C8 (composés 9-11, page 32).

III-2.2- Les clérodanes et les néo-clérodanes

Les clérodanes contiennent 2 cycles hexagonaux. Le carbone 8 porte un méthyle en position α et le carbone 10 porte un hydrogène en position β, le carbone 9 étant substitué par un méthyle en α et une chaîne latérale (Schéma 24).

12 11 R H 1 9 17 2 10 20 8 5 3 4 7 R19 6 18 R Schéma 24 On peut diviser ce type de composés en 4 catégories.

2.2.a- 1ère catégorie: (composés de 19-53)

En plus du squelette de base décrit, il y a une double liaison entre C3 et C4.

D'une part le carbone C12 de la chaîne latérale porte soit une δ lactone insaturée qui ferme en C15 ou en C16 ou un groupement furane (excepté le composé 53), d'autre part les carbones C4 et C5 sont souvent soit substitués par des groupes hydroxyles, carboxyles ou des méthyles soit impliqués dans une lactonisation en C19. 2.2.b- 2ème catégorie Elle comporte 2 groupes.

2.2b.α- 1er groupe: (composés de 54-77) Il est représenté par un squelette de base de la décaline, la chaîne latérale se lactonise en C12, ce même carbone porte un groupement furane. Le substituant en C10 a une stéréochimie β et le méthyle en C9 a par contre une stéréochimie α, les substituants portés par les carbones 4 et 5 constituent une deuxième lactone dans la plupart des composés.

24 On constate que parmi les composés de ce groupe, seulement 2 sont saturés. Les autres possèdent une ou deux doubles liaisons. Dans certains cas, la deuxième double liaison est remplacée par un époxyde. Les composés 76 et 77 présentent des particularités. Dans le premier, le groupement furane est remplacé par une troisième lactone et le second possède une seule lactone qui ferme en C10.

2.2.b.β- 2ème groupe (composés de 78-87) Les structures des composés de ce groupe sont identiques à celles du premier groupe cependant, la structure du substituant porté par le carbone 10 a une stéréochimie α caractérisant ainsi les néo-clérodanes ( tableau 1).

2.2.c- 3ème catégorie (composés de 88 à 93) Tous les composés (88-93) de cette catégorie ont un oxapentacycle accolé en spiro à C9 sur le squelette de la décaline et possèdent une δ lactone fermant en C19 et un époxy entre C7 et C20, excepté pour le composé 88. Le noyau A est caractérisé par une ou deux doubles liaisons. Dans certains composés, l'une des doubles liaisons est remplacée par un époxyde.

2.2.d- 4ème catégorie (composés de 94 à 100) Dans tous les composés (94-100) de cette catégorie, l'oxapentacycle est fusionné sur la décaline en C8 et C9. Le carbone C12 porte une δ-lactone insaturée ou un furane. Le noyau A contient une double liaison carbone-carbone entre C2 et C3 ou entre C3 et C4.

III-2.3- Les séco-clérodanes (composés de 101 à 110) Dans ce type de diterpènes, nous avons regroupé les composés qui présentent une rupture d'une liaison carbone – carbone qui se produit entre les carbones C5 et C6 ou

C5 et C10 ou bien C9 et C10 ( tableau 1).

III-2.4- Les clérodanes réarrangés Les clérodanes subissent des réarrangements conduisant à des systèmes cycliques juxtaposés très variés. On peut rencontrer dans ce genre des clérodanes avec des systèmes : -

25 - C3-C6-C6 isolés da Salvia puberula (composés de 111 à 112). - C6-C6-C3 isolé de Salvia blepharophylla (composé 113). - C7-C6 isoles de Salvia puberula (composés 114 à 115). - C6-C7 isolés de Salvia leucantha (composés 116 à 118).

D'autres clérodanes réarrangés de 119 à 123 du type langudulane sont dûs à la cyclisation entre C16 et C1. Les salvilangudulanes 124 à 127 dont les structures sont proches de celles des langudulanes ont été isolés de Salvia langudula.

III-3- Les diterpènes tricycliques L'étude bibliographique de ce genre a montré qu'il existe 4 types à savoir: les pimaranes, les abiétanes, les cassanes et les kauranes. Il faut noter que les abiétanes sont les plus abondants.

III-3.1-Les pimaranes (composés de 128 à 154) Le squelette de base est constitué de 3 cyclohexanes accolés de la même manière que les phényles qui forment le phénantrène (Schéma 25).

12 17 11 20 13 16 1 14 15 2 9 10 8 5 7 3 4 6

19 18 Schéma 25

Ils portent sur le carbone C10 un méthyle et sur le C13 un vinyle et un méthyle et ils sont disubstitués en C4. Un seul pimarane échappe à cette description, son squelette est formé d'un système de cycles en C6-C7-C5, on signale également l'existence d'un seul séco-pimarane dont la rupture est produite entre C3 et C4.

III-3.2- Les abiétanes Ils sont obtenus par réarrangement des pimaranes. On constate que le carbone

C13 des abiétanes est substitué par un isopropyle ou un isopropényle (Schéma 26).

26 16

12 13 15 11 20 17 1 9 2 14 10 8 5 3 4 7 6 19 18

Schéma 26 Ce type de diterpènes se divise en 14 catégories.

3.2.a- 1ère catégorie (composés de 155 à 162) Les diterpènes de cette catégorie possèdent une ou deux doubles liaisons dans les noyaux B et C. On note une fonction peroxyde pour les composés 157-158 et une lactonisation dans le composé 162.

3.2.b- 2ème catégorie Selon le nombre des doubles liaisons et la présence d'une lactone sur le squelette de base, cette catégorie se divise en 3 groupes.

3.2.b.α- 1er groupe (composés de 163 à 231) Les composés de ce groupe se caractérisent par un noyau C aromatique, Ils sont plus ou moins oxydés. On constate que, parmi 68 composés, seulement 2 présentent une substitution de l'hydrogène lié au carbone C5 par l'hydroxyle.

3.2.b.β- 2ème groupe (composés de 232 à 252) En plus de l'aromatisation du cycle C, les composés de ce groupe possèdent une double liaison dans le noyau B ou bien un groupement isopropényle en C13.

3.2.b.γ- 3ème groupe (composés de 253 à 278) Ils sont caractérisés par un noyau C aromatique et dans certains cas présentent une lactone 20, 6-olide ou 20,7-olide ou 20,11-olide et dans d'autre cas une fonction ether oxyde entre C7 et C20.

27 3.2.c- 3ème catégorie (composés de 279 à 294) Le noyau C perd son aromaticité, on observe ainsi des doubles liaisons conjuguées dans le cycle B et C et des groupements hydroxyles et cétonique en ortho, respectivement en C11 et C12.

3.2.d- 4ème catégorie (295 à 298)

Ce sont des composés qui résultent de la dimérisation dans la plupart des cas des molécules de la 3ème catégorie.

3.2.e- 5ème catégorie (299 à 303) Ces composés présentent des dicétones en position ortho dans le noyau C. On les appelle les diterpènes orthoquinones, ils sont moins fréquents.

3.2.f- 6ème catégorie Ils sont très abondants dans le genre Salvia. Ils sont appelés des diterpènes paraquinones car les fonctions cétones du cycle C sont en position para. Ils sont répartis en 3 groupes selon le nombre des doubles liaisons et la présence d'une lactone

3.2.f.α- 1er groupe (composés de 304 à 327) Le cycle C possède la structure d'une paraquinone

3.2.f.b-2ème groupe (composés de 328 à 334) En plus de la structure d'une paraquinone, le cycle B possède une double liaison ou un isopropényle en C13, à la plane de l"isopropyle.

3.2.f.γ- 3ème groupe (composés de 335 à 349) Le noyau C présente une paraquinone avec présence soit d'une lactone dans l'une des positions suivantes : 20, 6-olide; 20, 7-olide; 19, 20-olide, ou d'un éther oxyde dans des positions différentes.

3.2.g- 7ème catégorie (composés de 350 à 353)

28 Ce sont des abiétanes avec réarrangements des substituants. Les abiétanes subissent un réarrangement par une migration de l'un des méthyles de C4 à C3 ou bien celui de C20 à C5.

3.2.h- 8ème catégorie ( composés de 354 à 371) Ce sont des abiétanes qui ont perdu un méthyle. On les appelle les nor- abiétanes.

3.2.i- 9ème catégorie (composés de 372 à 376)

En plus de la disparition du méthyle en C10, il y a migration d'un des méthyles de C4 en C3 (nor-abiétanes avec réarrangement).

3.2.j- 10ème catégorie (composés de 377 à 387) Ce sont des abiétanes qui ont perdu 2 ou 3 méthyles. Il s'agit des méthyles en

C4, C10 et C13 (dinorabiétanes).

3.2.k- 11ème catégorie: Les séco-abiétanes Ils résultent de la rupture d'une liaison carbone-carbone, Elle se produit entre :

- C1 et C2 (composé 388)

- C2 et C3 (composés 389-390)

- C3 et C4 (composés 391-394)

- C4 et C5 (composés 395- 422)

- C6 et C7 (composés 423-427)

- C7 et C8 (composé 428) On note que les 4, 5 seco abiétanes sont les plus nombreux dans le genre Salvia.

3.2.l- 12ème catégorie: Les tanshinones On les trouve principalement dans les espèces chinoises, leurs structures dérivent de celles des abiétanes orthoquinones par cyclisation du substituant en C13 conduisant à un cycle furanique accolé aux carbones C13 et C14 (Schéma 27)

29 O O

Schéma 27 Ces composés se divisent en deux groupes.

3.2.l.a 1er groupe (composés 429-449) Il présente la tanshinone II et ces dérivés, ce sont des norabiétanes (19 atomes de carbones), ils sont disubstitués en C4.

3.2.l.b- 2ème groupe (composés 450-463) Il est représenté par la tanshinone I et ces dérivés, ce sont des dinor-abiétanes

(18 atomes de carbones) monosubstitués en C4.

3.2.m 13ème catégorie: Les dérivés des tanshinones

3.2.m.a- Les isotanshinones (composés de 464 à 472)

Leurs structures dérivent de celles des abiétanes ortho ou paraquinones. Dans ce cas, le cycle furranique est accolé aux carbones C11-C12 pour les isotanshinones II et aux carbones C12-C13 pour les isotanshinones I.

3.2.m.b- Autres dérivés (composés de 473 à 484)

Ils sont différents des tanshinones par le cycle C comportant une lactone ou un anhydride. On classe également dans cette catégorie des produits spécifiques de Salvia milthiorrheza et Salvia aegyptiaca; il s'agit de diterpènes possédant des spiro lactones. On note un seul dimère composé d'unités tanshinones.

3.2.n 14ème catégorie: Les abiétanes avec réarrangement du squelette

Ces abiétanes sont le résultat de la fusion angulaires de trois noyaux cyclohexane. On obtient des abiétanes réarrangés si l'accolement des cycles se fait d'une façon linéaire ou bien si le nombre d'atomes de carbones des cycles est différent de celui du cyclohexane. Dans le genre Salvia, on constate plusieurs combinaisons des systèmes polycycliques en l'occurrence les systèmes des noyaux :

- C6-C7-C6 (composés de 485 à 502)

- C6-C6-C7 (composés de 503 à 504)

- C7-C6-C6 (composés de 505 à 507)

- C6-C6-C6 (composés de 508 à 511)

- C6-C5-C6 (composés de 512 à 514)

- C5-C7-C6 (composés de 515)

On a ajouté à ce type d'abiétanes des composés dont le cycle B ou C est un hétérocycle. D'autres abiétanes sont réarrangés d'une autre façon tel que le microstégiol et ses dérivés et certains composés spécifiques de Salvia prionitis qui sont des dérivés de la phénalénone (composés de 516-531)

III-3.3- Les cassanes (composés de 532-534)

les pimaranes peuvent conduire aux cassanes par réarrangement du méthyle

C13 en C14 ou par migration de l'isopropyle en C12 ou en C14. Les cassanes sont rares dans ce genre, on signale seulement 5 composés.

III-4 Les diterpène tétracyclique III-4.1- Les kauranes

A notre connaissance, il y a seul diterpène tétracyclique de ce type isolé récemment de Salvia verbenaca (composé 535).

31 IV- DIAGRAMME 1 DES DITERPENES MONO- ET BICYCLIQUES

IV-1- Diterpène monocyclique

(1) 2,6-diméthyl-10-(p-tolyl)undeca-2,6-(E)-diène

IV-2- Diterpènes bicycliques (labdanes et nor-labdanes)

OH OH Me Me CH2

(2) Manool (3) Δ7-Manool

Me OH Me

O 6 R O

(4) Sclaréol (R= H) (7) Labda-8(17),12E,14-trièn-6,19-olide (5) 6β-Hydroxysclaréol (R= OH) (6) Ent-sclaréol

O O

R11

O CH2 H

CH OH 2

(8) Salvinine (9) Manoyloxide (R11= H) (10) 11β-Hydroxymanoyloxide (R11= OH) (11) 8,11-Diépimanoyloxide

O O

O O H R3 R6 R6

(12) Ambrénolide (R6= H) (14) Norambrénolide (R3 = R6= H) (13) 6α-Hydroxyambrénolide (R6= OH) (15) 3α- Hydroxynorambbrenolide (R3=OH, R6= H) (16) 6α- Hydroxynorambbrenolide (R3=H, R6 = OH)

OR Me OAc

R3 R6

(17) Acide 6α-hydroxy-8α-acétoxy-13,14,15,16-tetranorlabdan-12-oique(R =R3= H, R6 = OH ) (18) Méthyl-3α-hydroxy-8α-acétoxy-13,14,15,16-tetranorlabdan-12-oate (R = Me; R3 = OH; R6 = H)

IV-3- Diterpènes bicycliques (Clérodanes et néo-clérodanes )

H R2 O

R7 19 18 R R 6 R

(19) Lasianthine (R2= O; R6= H; R7= OAc; R18=R19= Me) 2 7 6 18 19 (20) Thymonine (R =R = H; R = OH; R =R = CH2OH) 2 6 7 18 19 (21) 7β-Hydroxythymonine (R = H; R =R = OH; R =R = CH2OH) (22) Acide melisodorique (R2=R7= H; R6= OH; R18= Me; R19= COOH)

33 R12 O

H R2 O

O O

(23) Semiatrine (R2= R12= OH; R7= H) (24) 7α-Hydroxynéo-clérodane-3,13-dien-18,19:15,16-diolide (R2=R12= H; R7= OH) (25) 7-Oxonéo-clérodane-3,13-dien-18,19:15,16-diolide (R2=R12= H; R7= O) (26) Kerlinolide (R2= H; R7= OAc; R12= OH;)

O H

R18

18 (27) Brevifloralactone (R = CH2OH) 18 (28) Brevifloralactoneacétate (R = CH2OAc) O

O H R2

R7' R7 O O

(29) 7α-Acétoxy-2β-hydroxy-ent-clérodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (R2= OH; R7= αOAc)

(30) 7β-Hydroxy-ent-clérodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (R2= H; R7’= βOH) (31) 7α-Hydroxy-ent-clérodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (R2= H; R7= αOH) (32) 7α-Acétoxy-ent-clérodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (R2= H; R7= αOAc) (33) 2β,7α-Dihydroxy-ent-clérodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (R2= R7= OH) (34) 2β-Acétoxy-7α-hydroxy-ent-clérodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (R2= βOAc; R7= αOH) (35) 7-Oxo-ent-clérodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (R2= OH; R7= αOAc) (36) 2β-Hydroxy-ent-clérodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (R2= OH; R7= H) (37) 2β-Hydroxy-7-oxo-ent-clérodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (R2= OH; R7= O)

34 O

O H R15

R7 R19 R18 (38) 7β,18,19-Trihydroxy-ent-cléroda-3,13-dien-16,15-olide ( R7= OH; R15= H; 18 19 R = R = CH2OH ) 7 15 18 19 (39) Acide clérodermique ( R = R = H; R = CH2OH; R = Me) (40) Acide 15,18 acétoxy-ent-cléroda-3,13-dien-16,15-olide-19-oic (R15= OAc; 18 19 R = CH2OAc; R =CO2H ) O

O H R2 Me

O R 6 O (41) Salvimadrensinol (R2 = OH; R6 = H) (42) Salvimadrensinone (R2 = O; R6 = H) (43) Salvimadrensin (R6 = OH; R2 = H) O

R1 H H

Me R8

R19 R18 1 8 18 19 (44) Acide kerlinique ( R = H; R = R = Me; R = CO2H ) 1 8 19 18 (45) Acide hardwickique (R =H; R = R = Me; R = CO2H) 1 8 19 18 (46) Divinatorine A (R =OH; R = R = Me; R = CO2H) 1 8 19 18 (47) Divinatorine B (R =OH; R = CH2OH; R = Me; R = CO2Me) 1 8 19 18 (48) Divinatorine C (R =H; R = CH2OAc; R = Me; R = CO2H)

OH OH H HO Me OAc

O O (49) Ent-(5R,9R,10S)-75-acétoxy-15,16-epoxy-1s,2s,12-trihydroxycléroda- 3,13(16),14-trièn-18,19-olide.

35 R12

H 2 R O Me O Me R7

O O (50) Amarisolide (R2=β-D-glucosyle ; R7= R12=H) (51) Salvigresine (R2=Ac ; R7=OAc ; R12=OH) (52) 2α-Hydroxy-7α-acétoxy-12-oxo-15:16- epoxy- neoclérodan-3,13(16),14-trièn- 18:19-olide (R2= H ; R7= OAc ; R12= O) O

H OH O O H H OH RO O OH

O O CO2Me (53) Portulide C (54) Salvinorine A (R= Ac)

R1 O H H R2 O

CO2Me

(55) Salvinorine B (R1= R2= H) (56) Salvinorine C (R1= R2= OAc) (57) Salvinorine D (R1= OAc; R2= OH) (58) Salvinorine E (R1= OH; R2= OAc) (59) Salvinorine F (R1= OH; R2= H)

R11 R1 O R10 O Me R8

H R6

O O

(60) Salviarine (R1= R6= R8= R10= R11= H) (61) 6-β-Hydroxysalviarine (R1= R8= R10=R11=H; R6= OH)

36 (62) 6-Acétoxysalviarine (R1= R8= R10=R11=H; R6= OAc) (63) 10-Acétoxysalviarine (R1= R6=R8= R11=H; R10= OAc) (64) 15,16-Epoxy-8α-hydroxyneocléroda-2,13(16),14-triène- 17,12R:18,19-diolide (R1= R11=H; R8=OH) (8α-Hydroxysalviarine) (65) 7,8β-Dihydrosalviacoccine (R10= OH) (10β-Hydroxysalviarine) (66) Splendidine (R1= R11= OAc; R8= H) (67) Splenolide A (R1= OH; R8= R11= H)) (68) Splenolide B (R1= R8= H; R11= OAc)

O O H H

O O H O O Me H

H O O O O O (69) 1(10) Dehydrosalviarine (70) Dérivé de linearifoline

O H

O R10 O

H O R6 O (71) Salviacoccine (R6= H; R10= OH) 6 10 (72) 6β-Hydroxy-7,8-dehydrobacchatricunaetine (R = OH; R = H)

O O H H O O 10 H OH R O O O 4 R Me R8 H H O O O O

(73) Epoxysalviacoccine (74) Infuscatine (R4=R8= R10= OH) (75) Genesnerofoline A (R4= R8= R10= H)

37 OH

OAc O OAc O H O Me

O O

(76)1β,11β-Diacétoxy-15-hydroxy-transclérodan-2,13-dieno-12,17:15,16;19,18- triolide (Splenolide C)

CO2Me AcO

CO2Me

O (77)

O H

O H O H H O O

(78) Ent (-4S,5R,9S,10R)-15,16-epoxyclérodan-1,13(16),14-triène-17,12:18,19- diolide

O H

O OH O Me

O O

(79) Ent-(5R,9R)-15,16-epoxy-10S-hydroxycléroda-3,13(16),14-triène- 17,12S:18,19-diolide)

38 O H

O OH O Me

O O

(80) Ent-(4S,5R)-15,16-epoxy-10S-hydroxycléroda-3,7,13(16),14-tétraène- 17,12S:18,19-diolide)

O H

O H O Me

O O

(81) 7,8α-Dihydrogensnerofoline B(R7= H) (82) 7α-Acétoxy-7,8α-dihydrogensnerofoline B (R7= OAc)

O O H

O O H O H O O Me Me

O O O O

(83) Gensnerofoline B (R7= H) (84) Polystachyne D

O O H H

O O O H O O O Me H H O O O O (85) Polystachyne E (86) 1α,10α-Epoxysalviarine

39 O O H H O O H O H OAc O H H O O O O

(87) 1α,2α-Epoxy-3,4-dihydrolinearilactone (88) Salvifoline O O

O H O H H O H

H O H O

O O O O

(89) Salvifaricine (90) Salvifarine

O O

O O H H H O Me H O H O R O O O O

(91) Polystachyne A (92) Polystachyne B (R = αH) (93) Polystachyne C (R = βH)

40 O O

O O O

O O O O

(94) Dehydrokerline (95) Salvianduline D

O O H

H O

O O

(96) 8,12(R) Epoxyneocléroda-3,13(14)diène-18,19:15,16-diolide (kerline)

HO O H O H O H O

Me Me

O O (97) 16-Hydroxy-1-oxo-8 :12(R)-epoxy neocléroda- 13(14)diène18,19 ;15,16-diolide (98) Épimère de 104 à C16 O O OH H H O H O

O O (99) 15-Hydroxy-1-oxo-8 :12(R)-epoxy neocléroda-2,13(14)diène18,19 ;16,15- diolide (100) Epimère de 99 en C15

IV- 4- Diterpènes bicycliques (séco-clérodanes)

O O

O O H H O O

O O O O

(101) Rhyacophilline (102) 7-Epirhyacophilline

O O

O O Me O Me O

O O O O

(103) 7,8-Didehydrorhyacophilline (104) Salvireptalolide O

O O H OH O O O H H OAc O O O O (105) Salvianduline C (106) Cardiophyllidine

42 O

H O R O O O O R1 O O Me H O O O (107) Tonalensis (108) Salvianduline A (R= H, R1= OAc) (109) Salviaduline B (R= OH, R1= H)

IV- 5- Diterpènes bicycliques (clérodanes réarrangés)

O O

H O O H O O O

O O O

(110) Tilifodiolide (111) Puberuline O

H H O H O

HOO H Me O O H O OH O O O O

(112) (113) Blephanolide A

O O O

O O

O O O O O O (114) Salvisopuberuline (115) Salvileucantholide

43 O O Me H H HO O O

H O OAc O O O O O (116) Salvigenolide (117) Salvianduline E

O H H

H Me O

O O O (118) Blephanolide B

O R10 R2 R8 8' Me R

OAc 6 O R O

119) Salvisousolide (R2=OH ; R6= R10= R8’=H ; R8= Me) 2 6 10 8 8’ 120) Languduline (R = R = R =H ; R et R = CH2) 121) Isosalvisousolide ((R2= R10=H ; R6=OH ; R8= H ; R8’= Me) 122) Salvimexicanolide (R2= R6=H ; R8=H; R8’= Me; R10= Me) 123) Tonalenine (R2= R6= R10=H ; R8= H ; R8’= OH)

O O

O H R8 R2 O H Me

OAc 6 O R O

124) Salvialangudiline A (R2= R6= R8= H ) 125) Salvialangudiline B (R2=OH; R6= R8= H ) 126) Salvialangudiline C (R2= R8=H; R6= OH) 127) Salvialangudiline D (R2= R6=H; R8= OH )

44 V- DIAGRAMME 2 DES DITERPENES TRICYCLIQUES

V-1- Diterpènes tricycliques (types pimaranes)

CH2

CO2H

(128) Acide14-oxopimarique

CH2

R14 H R3 18 R 6 R

3 6 14 18 (129) Acide isopimarique (R = R = R = H; R = CO2H) 3 6 14 18 (130) Acide14α-hydroxyisopimarique (R = R = H; R = OH; R = CO2H) 3 6 14 18 (131) Acide3β-hydroxyisopimarique (R = OH; R = R = H; R = CO2H) 3 14 6 18 (132) Acide6β-hydroxyisopimarique (R = R = H; R = OH; R = CO2H) 3 6 14 18 (133) Isopimaradiène (R =R =R = H; R = CH3) 3 6 14 18 (134) 14 α-hydroxyisopimara-7,15-diène (R = R = H; R = OH; R = CH3) 3 6 14 18 (135) 14 α,18-dihydroxyisopimaradiène (R = R = H; R = OH; R = CH2OH) (136) Isopimaradienal (R3= R6= R14= H; R18= CHO)

CH2

R7 R18

7 18 (137) Acide sandaracopimarique (R = H; R = CO2H ) 7 18 (138) Acide 7α-acétoxysandaracopimarique (R = OAc; R = CO2H) 7 18 (139) Acide 7α-hydroxysandaracopimarique (R = OH ; R = CO2H) 7 18 (140) Acide 7β-hydroxysandaracopimarique (R = OH ; R = CO2H) 7 18 (141) 7-oxosandaracopimarate de méthyle (R = O ; R = CO2Me) 7 18 (142) 7α-hydroxysandaracopimarate de méthyle (R = OH ; R = CO2Me)

R11

CH2

R9 R 3 R7 R18

3 9 11 7 18 (143) Sandaracopimara-8(14),15-dièn-7α,18-diol (R = R = R = H ; R = OH ;R = CH2OH)

45 (144) Salvipimarone (R3= R11= O; R7= R9= OH ; R18= Me) 3 7 9 11 18 (145) Isopimara-8(14), 15-diène (R = R = R = R = H ; R = CH3) (146) 7α-hydroxyisopimara-8(14),15-diène (R7= OH) (147) Isopimara-8(14), 15-dien-7-one (R7= O)

CH2 CH2

(148) Isopimara-8(9),15-diène (R7= H ) (150) Isopimara-6,8(14),15-triène (149) Isopimara-8,15-dien-7-one (R7= O )

R7 18 R 6 R 1 6 7 18 (151) Acide 7-oxo-13-épi-pimara-8,15-dien-18-oique (R =R = H; R = O; R = CO2H) (152) 6β-hydroxypimara-8,15-dien-1-one (R1= O; R6= OH; R7= H; R18= Me)

CH2 HOOC H OH O H

(153) Parryine (154) Acide3,4-séco-isopimara-4(18),7,15-trièn-3-oique

V-2- Diterpènes tricycliques (types abiétanes)

CH2

H O O CO2H

(155) Pachystazone (156) Acide wiedemannique

46 O O

R3 CO2H

(157) Acide 9α,13α – endoperoxy-3β-hydroxy-abiét-8(14)-en-18-oique (R3= OH) 3 (158) Acide 9α,13α – endoperoxy-3β-acétoxy-abiét-8(14)-en-18-oique (R = OAc )

CO2H (159) Abiéta-8,13-diène (161) Acide heldriechinique CH H 2 O O OH O

O CO2H H (160) Longipedine (162) Wiedelactone

R12 R11 R1 R2 R14

R3 R7 6 R (163) Abiéta-8,11,13-triène (164) 3-oxo- abiéta-8,11,13-triène (R3 = O) (165) 7-oxo- abiéta-8,11,13-triène (R7 = O) (166) 11-hydroxy-12-méthoxy-abiéta-8,11,13-triène (R11 = OH; R12 = OMe) (167) 6-oxo-12-peroxyabiéta-8,11,13-triène (R6 = O; R12 = OOH) (168)14-hydroxy-12-méthoxy-3-oxoabiéta-8,11,13-triène (R3= O; R12 = OMe; R14 = OH) (169) Candelabrone (R3= R7= O; R11= R12= R14= OH) (170) Cryptojaponol (R7= O; R11= OH; R12= OMe) (171) Déméthylcryptojaponol (R7= O; R11= R12= OH) (172) 3-hydroxydéméthylcryptojaponol (R7= O; R3= R11= R12= OH) (173) 6α-hydroxydéméthylcryptojaponol (R7= O; R6= R11= R12= OH) (174) Euphraticol (R2= R11= R12= OH) (175) Ferruginol (R12= OH) (176)1-oxoferruginol (R1= O; R12= OH) (177) 6-oxoferruginol (R6= O; R12= OH)

47 (178) 14-hydroxyferruginol (R12= R14= OH) (179) 12-méthoxyferruginol (R12= OMe) (180) 2,12-diméthoxyferruginol (R2= R12= OMe) (181) Hypargénine A (R1= R7= O; R6= βOH; R12= OH) (182) Hypargénine C ( R6= R7= O; R12= OH) (183) Hypargénine E (R1= O; R11= R12= OH) (184) Inuroyléanone (R7= O; R11= R14= OH; R12= OMe) (185) Pomiférine D (R2= OH) (186) Pomiférine E (R2= OH; R7= O ) (187) Salviol (isorol) ( R2= R12= OH) (188) Salviviridinol (R6= R7= R11=OH; R12= OMe) (189) Sugiol (R7= O.; R12= OH) (190) 2α-hydroxysugiol (R2= R12= OH ; R7= O) (191) Trilobinone (R6= O; R7= R12= OH) R12 R16 15 R11 R R1 R17 R20 R2 R14

R3 R7 18 R19 R 6 R 18 (192) Acide déhydroabiétique (R = CO2H) 3 18 (193) Acide3-hydroxy-abiéta-8,11,13-trièn-18-oique (R = OH; R = CO2H) 1 18 (194) Acide1-oxo-abiéta-8,11,13-trièn-18-oique (R = O; R = CO2H) (195) 7β,15- dihydroxy-abiéta-8,11,13-triène (R7=R15= OH) (196) 15- hydroxy-7-oxo-abiéta-8,11,13-triène (R7= O; R15= OH) 7 18 (197) 18- hydroxy-7-oxo-abiéta-8,11,13-triène (R = O; R = CH2OH) (198) 11,12,16-trihydroxy-abiéta-8,11,13-triène (R3= R12=R16= OH ) 11 12 20 (199) 11,12,20-trihydroxy-abiéta-8,11,13-triène (R = R = OH; R = CH2OH) 11 12 16 20 (200) 11,12,16,20- tetrahydroxy-abiéta-8,11,13-triène (R = R = R = OH; R = CH2OH) 11 12 20 (201) Acide carnosique (R = R = OH; R = CO2H) 7 11 12 20 (202) Acide7-oxocarnosique (R = O, R = R = OH; R = CO2H) 11 12 16 20 (203) Acide 16-hydroxycarnosique (R = R = OH; R = CH2OH; R = CO2H) 11 12 20 (204) Acide 12-méthoxycarnosique (R = OH; R = OMe; R = CO2H) 11 12 20 (205) Acide 11-acétoxycarnosique (R = OAc; R = OH; R = CO2H) 11 12 16 20 (206) Acide 16-acétoxycarnosique (R = R = OH; R = OAc; R = CO2H) 3 20 (207) Acide 3-oxo-abiéta-8,11,13-trièn-20-oique (R = O ; R = CO2H) 6 7 11 12 20 (208) Acide 7α-hydroxy-6-oxocarnosique (R =O; R = αOH; R = R = OH; R = CO2H) 6 7 11 12 20 (209) Acide 7β-hydroxy-6-oxocarnosique (R =O; R = βOH; R = R = OH; R = CO2H) 11 12 20 (210) Carnosate de méthyle (R = R = OH; R = CO2Me) (211) Euphracal (R11= R12= R15= OH ; R20= CHO) (212) Ferruginal (R12= OH; R18= CHO) (213) 15-hydroxyferruginol (R11= R15= OH) 12 16 (214) 16-hydroxyferruginol (R = OH; R = CH2OH) (215) 7-oxoferruginol-18-al (R7= R12= OH; R18= CHO) (216) 10-acétylferruginol (R12= OH; R20= COMe) 6 7 11 14 12 20 (217) Forskalinone (R = R = O;R = R = OH; R = OMe; R = CH2OH) (218) Hypargénine B (R7= O; R12=R15= OH) (219) 20-oxo-inuroyléanone (R7= O; R11= R14= OH; R12= OMe; R20= CHO)

48 2 14 18 (220) Nemorosine (R = R = OH; R = CO2H) (221) Pisiferal (R12= OH ; R20= CHO) 12 20 (222) Acide pisiferique (R = OH ; R = CO2H) 12 20 (223) Acide 12-méthoxypisiferique (R = OMe ; R = CO2H) 12 20 (224) 12-méthoxypisiferoate de méthyle (R = OMe; R = CO2Me) 18 (225) Pomiferine A (R = CH2OH) 12 18 (226) Pomiferine B (R = OH; R = CH2OAc) 11 12 18 (227) Pomiferine C (R = OH; R =OMe; R = CO2H) (228) Pomiferine F (R2= R15= OH; R7=O) 7 18 (229) Pomiferine G (R = O; R = CH2OAc) R12 R11 R1

OH 18 R

(230) 5,11,12-trihydroxy-abiéta-8,11,13-triène (R1= R18= H; R11= R12= OH) (231) Acide 5-hydroxy-1-oxo-abiéta-8,11,13-trièn-18-oique (R1= O; R11= R12= H; R18= CO2H) R12 R16 15 R11 R R1 R17 R2 R14

R3 R7 R6

(232) 6,12,14-trihydroxyabiéta-6,8,11,13-tetraène (R6= R12= R14= OH) (233) 11,12-diméthoxyabiéta-6,8,11,13-tetraèn-20-oate de méthyle (R11= R12= OMe; 18 R = CO2Me) 11 12 14 20 (234) Acide 14-hydroxy-6,7-déhydrocarnosique (R = R = R = OH; R = CO2H) (235) Cryptanol (R11= R12= R14= OH) (236) 6,7-déhydroferruginol (R12= OH) 12 16 (237) 16-hydroxy-6,7-déhydroferruginol (R = OH ; R = CH2OH) (238) Hypargénine D (R2= O ; R12= OH) (239) 6,7-déhydrosalviol (R2= R12= OH) (240) Trilobiol (R7= R12= OH) 12 16 R R 15 R11 R R1 R17 R20 R2 R14

R3 R7 19 18 R R 6 R (241) 7-oxo-11,12,14-trihydroxy-20-méthoxy-abiéta-5,8,11,13-tétraène (R7=O; 11 12 14 20 R = R = R =OH; R =CH2OMe)

49 (242) 6,11-dihydroxy-12-méthoxy-abiéta-5,8,11,13-tétraèn-7-one (R6= R11=OH; R12=OMe) 12 20 (243) Blephaeine (R = OMe; R = CO2H) (244) Montbretol (R6= R12= OH; R7= O) (245) Montbretyl-12-méthyl ether (R6= OH; R7= O; R12= OMe) (246) Pedicellatine (R1= R7= O; R6= OH) (247) Salvinolone (R7= O; R11= R12= OH) (248) 6-hydroxysalvinolone (14-déoxycoleon) ( R6= R11= R12= OH; R7= O) (249) Salvinolnyl-12-Me-ether (R7= O; R11= R12= OH) (250) Salvitchihatine (R11= OH) R12 R11

R3 18 R

3 18 (251) Acide antiochique (R = OH; R = CO2H) (252) Tchihatine (R3= R12= H; R11= OH; R18= Me)

R12 R16 R11 O

R14 O

R6 (253) Carnosol (R11= R12= OH) 11 12 16 (254) 16-hydroxycarnosol (R = R = OH; R = CH2OH) 11 12 16 (255) 16-acétoxycarnosol (R =R = OH; R = CH2OAc) (256) 12-méthoxycarnosol (R11= OH; R12= OMe) (257) 11,12-diméthoxycarnosol (R11= R12= OMe) (258) Isocarnosol (R11= R14= OH) (259) 12-hydroxy-isocarnosol (R11= R12= R14= OH) (260) Isogaldosol (R6= O; R11= R12= OH) (261) Isorosmanol (R6=R11=R12= OH} 6 11 12 16 (262) 16-hydroxy-isorosmanol (R =R =R = OH; R = CH2OH)

R12 R16 R11 O

R14 O R7' R7 R6 (263) Galdosol (R7’, R7= O; R11= R12= OH) (264) Rosmanol (R7’= H; R7= R11= R12= OH) 7’ 7 11 12 16 (265) 16-hydroxyrosmanol (R = H; R = R = R = OH; R = CH2OH) (266) 7-éthoxyrosmanol (R7’= H; R7= OEt; R11= R12= OH)

50 (267) 7-méthoxyrosmanol (R7’=H; R7= OMe; R11= R12= OH) (268) 11,12-diméthoxyrosmanol (R7’= H; R7= OH; R11= R12= OMe) 7’ 7 11 12 16 (269) 16-hydroxy-7-méthoxyrosmanol (R =H; R = OMe; R = R = OH; R = CH2OH) (270) Epirosmanol (R7= H; R7’= R11= R12= OH) (271) 16-hydroxyepirosmanol (R7= H; R7’= R11= R12= OH; R16= OMe) (272) 6,7-diméthoxy-7-epi-rosmanol (R6= R7= OMe; R7’= R11= R12= OH)

R12 R16 R11 R1 R20

R14 O

R6 (273) 20-déoxocarnosol (R11= R12= OH) (274) 12-méthoxy-20-déoxocarnosol (R12= OMe; R11= OH) 11 12 16 (275) 16-hydroxy-20-déoxocarnosol (R = R = OH; R = CH2OH) (276) 6-épidéméthylesquirolin D (R6= R11= R12= R20= OH) (277) Salvibractone (R1= O; R12= OMe)

OMe O O

(278) 12-méthoxy-abiéta-8,11,13-trièn-20,11-olide

O OH R1 20 R2 R R14

R3 R7 R6 (279) Taxodone (R6= OH) (280) Taxodione (R6= O) (281) 2α-hydroxytaxodione (R2= OH; R6= O) (282) 2-oxotaxodione (R2= R6= O) (283) 7-hydroxytaxodione (R7= OH; R6= O) (284) 6-déoxo-2α-hydroxytaxodione (R2= OH) (285) 2 α-hydroxytaxodone (R2= R6= OH) (286) 2α,7-dihydroxytaxodone (R2= R6= R7= OH) (287) Viridinol (R6= OH; R14= OMe) (288) 2α,7,11-trihydroxy-abiéta-7,9(11),13-trièn-12-one

51 O OH R1 R2 R14

R3 R7 R6

(289) 2α,11-dihydroxyabiéta-5,7,9(11),13-tétraèn-12-one (R2= R11= OH) (290) 15-déoxyfuerstione (R1 à R14= H) (291) 5,6-déhydro-7-hydroxytaxodone (R7= OH) (292) 5,6-déhydro-2α,7dihydroxytaxodone (R2= R7= OH) (293) Viridone ( R6= OMe)

O HO O

(294) Sagequinone methide A O O HO HO

O O

OH OH O O (295) 7,7’-bistaxodione (296) 11,11’-didéhydroxy-7,7’-hydroxytaxodione

O HO

O cAO OAc

O O O

O AcO OAc O

297) Rosmanoylecarnosate (298) Hongencaotone

52 O O O O O

O R7 OH R6

(299) 11,12-dioxo-abiéta-8,13-diène (R6= R7=H) (303) Rosmaquinone (300) 6α-hydroxy-11,12-dioxo-abiéta-8,13-diène (301) Salviphlomone (R6= R7=OH) (302) Déoxysalviphlomone (R6= H; R7=OH)

OH R16 O R1 R17 20 R2 R O

R3 R7 R5 R6 (304) Royléanone(R1 à R7= H; R16 à R20= Me) (305) 2β-hydroxyroyléanone (R2= OH) (306) 6β-hydroxyroyléanone (R6= OH) (307) 7α-hydroxyroyléanone (R7= OH) (308) 7β-hydroxyroyléanone (R7= OH) 16 (309) 16-hydroxyroyléanone (R = CH2OH) 19 (310) 19-hydroxyroyléanone (R = CH2OH) (311) 7α-acétoxyroyléanone (R7= OAc) (312) 7-oxoroyléanone (R7= O) (313) 7α-acétoxy-6β-hydroxyroyléanone (R6= OH; R7= OAc) 7 19 (314) 7α-acétoxy-19-hydroxyroyléanone (R = OAc; R = CH2OH) 7 20 (315) 7α-acétoxy-20-hydroxyroyléanone (R = OAc; R = CH2OH) 6 18 (316) Acide 6-oxoroyléanone-18-oique (R = O; R = CO2H) 7 18 (317) Acide horminone-18-oique (R = OH; R = CO2H) (318) horminone-18-al (R7= OH; R18= CHO) (319) Nemorone (R7= OAc; R20= CHO) (320) Desacylnemorone (R7= OH; R20= CHO) 16 17 (321) Virgatol (R = R = CH2OH) (322) Candelabroquinone (R3= R7= O) R12 O

R20 O

R7 R7' R18 6 R

(323)12-méthoxyhorminone (R6= R7’= H; R7= OH; R12= OMe;R18= R20= Me) (324)12-déoxyroyléanone (R6= R7= R7’= R12=H; R18= R20=Me)

53 6 12 18 20 (325) Acide 6-oxo-12-méthoxyroyléanone-18-oique (R = O; R = OMe; R = CO2H; R = Me) (326)12-déoxy-7,7’-diméthoxy-6-oxoroyléanone (R6=O; R7= R7’=OMe; R12=H; R18= R20= Me) 6 7 7’ 12 18 20 (327) Acide trilobique (R = R = R = H; R = OMe; R = Me; R = CO2H)

R12 O

R5 R6 (328) Hypargénine F (R5=R12= OH; R6= H) (329) 6,7-déhydroroyléanone (R5= R6= H; R12= OH) (330) 12-déoxy-6,7-déhydroroyléanone (R5= R6= R12= H) (331) 12-déoxy-6-hydroxy-6,7-déhydroroyléanone (R5= R12= H; R6= OH)

R12 O

(332) 12-méthoxy-5,6-déhydrohorminone (R7=OH; R12= OMe) (333) 12-méthoxy-5,6-déhydroacétylhorminone (R7= OAc; R12= OMe )

OH OH O O O O O O R7 OMe (334) Bractéaline (335) Canariquinone (R7= OEt) (336) Atuntzensine (R7= αOH)

OH O O

O O

19 R R6 6 19 (337) 6α,12,19-trihydroxy-11,14-dioxo-abiéta-8,12-dien-20,7β-olide (R = OH, R = CH2OH) (338) Columbaridione (R6=H; R19= Me)

54 OH O

O O

R7 O (339) Regline ( R7= 7α-(3β-hydroxyoléan-12- en-28-oate) (340) Sesseine ( R7= OAc) (341) Déactylsesseine ( R7= OH) OH OH O O

O O O O

O (342)12-hydroxy-11,14-dioxoabiéta-6,8,12- triène-19,20-olide (343) 7,20-epoxyroyléanone

OH O R20

O O

R7 R19 (344) Conacytone (R7= R20= OH; R19= H) (345) Méthylconacytone (R7= OMe; R19=H; R20= OH) (346) Isomère de conacytone (R7= OH; R20= H; R19= OH) (347) 19-méthoxy de l’isomère de conacytone (R7= OH; R20= H; R19= OMe) OH OH O O MeO O CO O O O OH

(348) 8,9-epoxy-7-oxoroyléanone (349) Trilobiol

OH OH OH HO Me R2 OH

Me O O Me CH2 (350) Candesalvone A (R2= H) (352)19 (4→3) abéo-O-déméthylcryptojaponol (351) 2-oxo-candesalvone A (R2= O)

55 OH OH CH2OH

(353) 1112,16-trihydroxy-20(10→5)-abéo-abiéta-1(10),6,8,11,13-pentène

Norabiétanes

OH OH OH OH O R16 O

(354) sagéone (R16= Me) (356) Arucadiol (R7= H) (miltiodiol) 16 7 (355) 16-hydroxysagene(R = CH2OH) (357) Arucatriol (R = OH)

OH OH O

R7 O OH

(358) Salvirécognone (R7=O) (360)1,10-epoxy-5α-hydroxyabiéta-8, 11,13- triène -7-one (359) Salvirécognine (R7=H)

O O O O R1 R16

(361) Miltirone (R1= H; R16= Me) (364) Δ1 déhydromiltirone (R3 = H) (362) 1(R)-hydroxymiltirone (R1= OH; R16= Me) (365) Saligérone (R3 = O) 1 16 (363) Tanshinone V (R = H; R = CH2OH)

OH O R1 R16

1 12 16 (366) Néocryptotanshinone (R =H; R = OH; R = CH2OH)

56 1 12 16 (367) Oleoylnéocryptotanshinone (R =H; R = OH; R = CH2O-oleoyl) (368) Miltionone I (R1= O; R12= OH; R16= Me) 1 12 16 (369) Déoxynéocryptotanshinone (R =H; R = H; R = CH2OH)

OH O

(370) Sanigérone

OMe

OH O (371) 7-hydroxy-12-méthoxy-20-nor-abiéta-1,5(10);7,9,12-pentan-6,14-dione

R12 O O

Me Me Me Me (372) Multicauline (R12= OMe) (374) Multiorthoquinone (R2= OMe) (373) Déméthylmulticauline (R12= OH) (375) 2-déméthylmultiorthoquinone (R2= OH)

OH O OH HO O

Me Me (376) Kronenquinone

O O

(377) 18,20-dinorabiéta-1,3,5(10),6,8,13-hexaene-11,12-dione (RO-09-0680)

57 O O O O CH2OH

(378) TanshinoneVI (379) Méthylene miltirone

R12 O R16

(380) Danshenxinkun B (R12= OH; R16= Me) (381) 12-déoxydanshenxinkun B (R12= H; R16= Me) 12 16 (382) Danshenxinkun A (R = H; R = CH2OH) 12 16 (383) Oleoyldanshenxinkun A (R = H; R = CH2Ooleoyl)

OH OH COMe O Me

(384) Salvinone (385) Néocryptotanshinone II

OH OH O Me

O O

(386) Norsalvioxide (Przewalskine) (387) Danshenxinkun C

O OH O O O

MeOOC OH

H3C O HO2C CH3

388) Salvigérone (389) Acide salvipalestinoique

58 OH O O Me O OH

O H CH2

(390) 12,14-dihydroxy-7-oxo-2,3-séco-19(4→3)abéo-abiéta-4(18),8,11,13- tetraèn-2,11-olide

OH O

MeOOC O

CH2 O Me

12 (391) Candesalvone B (R = OH ; R = H) (392)12-O-méthylcandesalvone B (R12 = OMe; R = H) 12 (393) Candesalvone B-ester de méthyle (R = OH; R = Me)

OH OH O O 2 HOOC O R

CH2 O Me 394) Candesalvoquinone (395) Limbinol (R2= OH) (396) Acétyllimbinol (R2= OAc) R OH Me H O O Me

HO O H

(397) Salvonitine (R= Oet) (398) De-O-ethylsalvonitine (R= H) (399) Salprionine OH OH OH OH OH OH

O O OH

(400) Salvilimbinol (401) 4-déhydrosalvilimbinol

59 O O O O R1 R2

(402) Aéthiopinone(R1= H) (404) Saprorthoquinone (R2= H) (403) 1-oxo-aethiopinone(R1= O) (405) 2-hydroxysaprorthoquinone (R2= OH)

O O

R14

R3 Me Me R4

(406) 4-hydroxysaprorthoquinone (R3= R14= H; R4= OH) (407) 4,14-dihydroxysaprorthoquinone (R3= H; R4= R14= OH) (408) Sclaréapinone (R3= O; R4= OH; R14= H) (409) Salvisyrianone (R3= O; R4=R14= H)

R12 O R1

(410) Salvipisone (R1= R3= H; R12= OH) (411) 1-oxosalvipisone (R1= O; R3= H; R12= OH) (412) 3-oxosalvipisone (R1= H; R3= O; R12= OH) (413) Acétylsalvipisone (R1= R3= H; R12= OAc) 1 3 12 (414) 12-isopentyl-3-oxosalvipisone (R = H; R = O; R = OCH2-CH=C(Me)2) OH OH O O O

O O

(415) 2,3-déhydrosalvipisone (416) Prinéoparaquinone

60 OH O R16

(417) Sapriparaquinone (R3= H; R16= Me) (418) Limbinal (R3= H; R16= CHO) (419) 3-hydroxysapriparaquinone (R3= OH; R16= Me)

OH O

R3 Me 4 Me R

(420) 4-hydroxysapriparaquinone (R3= H; R4= OH) (421) 3-oxo-sapriparaquinone (R3= O; R4= H)

OH OH O O O R16 O

R3 CHO CHO

(422) 3-hydroxysapriparaquinone-1-ène (423) Rosmadial (R16= Me) 3 16 (R = OH) (424)16-hydroxyrosmadial (R = CH2OH)

OH HO

CHO CHO

(425) 2α,11,12-trihydroxy-6,7-séco-abiéta-8,11,13-triène-6,7-dial (R2=OH)

61 OH

R2 O CHO H OH

(426)11,12-dihydroxy-6,7-séco-abiéta-8,11,13-triène-6,7-dial-11,6-hemiacétale (R2=H) (427) Epimère de 425

CHO

(428) 7,8-séco-paraferruginone

O 17 O R R1

3 R 19 R 18 R

(429) Tanshinone IIA (R1=R3= H; R17= R18= R19= Me) (430) 1-hydroxytanshinone IIA (R1= OH; R3= H; R17= R18= R19= Me) (431) 3α-hydroxytanshinone IIA (R1= H; R3= OH; R17= R18= R19= Me) 1 3 17 18 19 (432) 3α,17-dihydroxytanshinone IIA (R = H; R = OH; R = CH2OH; R = R = Me) 1 3 17 18 19 (433) Tanshinone IIB (R =R = H; R = R = Me; R = CH2OH) 1 3 17 18 19 (434) Przewaquinone A (R =R = H; R = R = Me; R = CH2OH) 1 3 17 18 19 (435) Méthyltanshinonate (R =R = H; R = R = Me; R = CO2Me) (436) Tanshindiol B (R1= H; R3= OH; R18= OH; R19= Me) (Przewaquinone D) (437) Tanshindiol C (R1= H; R3= OH; R18= Me; R19= OH)(Przewaquinone E) (438) Przewaquinone C (R1=R3= H; R18= Me; R19= OH)

O O

(439) Δ1-déhydrotanshinone IIA

O 17 O R

R19 6 R

(440) Cryptotanshinone (R17= R19= Me; R6= H) (441) 6-méthylcryptotanshinone (R6= R17= R19= Me) 6 18 19 (442) Trijuganone C (R = H; R = Me; R = CO2Me) (15,16-Dihydrotanshinonate) 18 19 17 (443) 17-hydroxcryptotanshinone (R = R = Me; R = CH2OH) (444) Tanshinalehyde (R17= R18= Me; R19= CHO) O O Me O Me HO

O O

R3 18 Me Me R R19 O 3 18 19 (445) Tanshindiol A (R =H; R = CH2OH; R =OH) (446) Miltionone II

O O HO CH3 HO O O

O (447) Danshenol B (448) Lanugon Q O HO

(449) 6-déoxo-5,6-déhydrolanugon Q O 17 O O R O Me

O O

R18 17 18 17 18 (450) Tanshinone I (R = Me, R = CH3) (451) Przewaquinone B (R = CH2OH, R = CH3) (452) Formyltanshinone (R18= CHO, R18= CHO) (453) 15,16-dihydrotanshinone I

O 17' O CH3 R R17 O Me HO

O O

(454) Danshenol A (R17= Me) (455) 15-epi-danshenol A (R17= H) (456) Trijuganone B

O O Me

(457) 1,2-Dihydrotanshinquinone

O O Me

R3 R4

3 (458) Méthylenetanshiquinone (Z= CH2; R = H) 3 (459) 3-Hydroxyméthylenetanshiquinone (Z= CH2; R = OH) (460) Nortanshinone (Z= O; R3= H) 3 (461) Przewaquinone F (Z= CH2OH, H ; R = H

O Me O O Me O

O O

R4 (462) Dihydronortanshinone (R4= O) (464) Isotanshinone I 4 (463) Méthylene dihydrotanshinquinone (R = CH2)

64 Me Me O O O O

R2 O O

R19

(465) Dihydroisotanshinone I (R2= H) (467) Isotanshinone IIA (R19= Me) 2 19 (466) Trijuganone A (R = OH) (468) Isotanshinone IIB (R = CH2OH)

Me O O O O

O O

(469) Isocryptotanshinone (470) Isotanshinone II

O O O O

O O

(471) Dihydroisotanshinone II (472) Tanshinlactone

O O Me O Me O O O

O O

(473) (474)

O O O Me O O O

O O

(475) (476) Prioketolactone

Me O CH OH O O 2 O Me O

O Me R6

(477) Danshenxinkun D (478) Cryptoacétalide (479) 6-méthylcryptoacétalide O O O O Me O O

Me R6

(480) Epicryptoacétalide (482) Danshenspiroketallactone (481) 6-Méthylépicryptoacétalide H H O O O O O Me O O O O H H H H (483) Epidanshenspiroketallactone (484) Néoprzewaquinone

O OH O

19 Me O R

(485) Icetexone (R19= O ; H-5α) (486) 5-épi-icetexone (R19= O; H-5β) (487) 19-déoxy-icetexone (R19= H, H) (488) 19(R) acétoxy-19-déoxo-icetexone (R19= OAc, H) 19 (489) 19-hydroxy-19-déoxo-icetexone (R = OH, H )

O O OH O O O

Me Me O R OH

(490)19-déoxyisoicetexone (491) Romulgarzone

66 O R1O OH

Me O

(492) Fruticuline A (R1= Me) (493) Déméthylfruticuline A (R1= H)

R11 OH R12

Me 7 Me R R14

(494) Salvicanol (R7= R14= H; R11= OH; R12= OMe) (495) Déméthylsalvicanol (R7= R14= H; R11= R12= OH) (496) Icetexane coulterone (R7= O; R11= R14= OH; R12= OMe) (497) Lanigerol (R7= R11= R14= H; R12= OH) OH OH OH OH O O H OH (498) Salviasperanol (499) 5,6-Dihydro-6α-hydroxysalviasperanol

O O OH OH

Me Me O O O O O O

(500) Anastomosine (501) 7,20-dihydroanastomosine

HO O O OH Me

Me O O OH O Me Me

(502) Dérivé anastomosine (503) Salviolone

67 O OH O Me OMe

O R3 H O OH O

3 (504) Multipolone (505) Tilifolidione (R = H ) (506) 3-Hydroxytilifolidione (R3= OH ) (507) 3-Oxotilifolidione (R3= O)

O O OMe MeO OH

O OH O O

(508) Dérivé de 507 (509) Fruticulin B

Me O Me O OH O Me Me O O OH

(510) Aegyptionone A (511) Aegyptionone B

HO OH HO OH

CHO CHO OH

(512) Dichroanal A (513) Dichroanal B

O OH O OH

O Me Me H

(514) Dichroanone (515) Salvimultine (Noricetexane)

68 R10 Me R2

OH O Me Me OH 1 10 (516) Acide salvicanarique (R = H; R = CO2H) (517) Salviacanaraldehyde (R2= H; R10= CHO) 2 10 (518) Acide 2α-hydroxysalvicannarique (R = OH; R = CO2H)

OHC

CHO CO2H OH

O O H O O O

(519) Safficinolide (520) Acide paramiltioique

R18 R19 O R11

(521) Microstegiol (R1= H; R11= OH; R18= R19= Me) (522) Salvibretol (R1= H;R11=R19= Me; R18= OH) (523)1-oxo-salvibretol (R1= OH; R11= R19= Me; R18= OH)

CH2 O OH O OH

Me Me

(524) Candidissiol (525) Saprionide

Me CH2 OH O OH O

Me Me

(526) Sapriolactone (Salpriolactone) (527) Sapriréanine

69 Me Me Me O Me O R3 R3 H O OMe

(528) Salvilenone (R3 = H) (530) Prionitine (529) 3-hydroxysalvilenone (R3= OH)

Me O O OH

(531) Salvinolactone

V-3- Diterpènes (du types cassane et kaurane)

O OH

H O

(532) Mattenoquinone (533) Sempervirole

H HO CO2H

(534) 6,7-Dihydrosempervirole (535) Verbénacine

70 V- Structures des diterpènes tricycliques

Diterpènes tricycliques (types pimaranes)

CH2

CO2H

(128) Acide14-oxopimarique

CH2

R14 H R3 18 R 6 R

3 6 14 18 (129) Acide isopimarique (R = R = R = H; R = CO2H) 3 6 14 18 (130) Acide-14α-hydroxyisopimarique (R = R = H; R = OH; R = CO2H) 3 6 14 18 (131) Acide-3β-hydroxyisopimarique (R = OH; R = R = H; R = CO2H) 3 14 6 18 (132) Acide-6β-hydroxyisopimarique (R = R = H; R = OH; R = CO2H) 3 6 14 18 (133) Isopimaradiene (R =R =R = H; R = CH3) 3 6 14 18 (134) 14 α-hydroxyisopimara-7,15-diene (R = R = H; R = OH; R = CH3) 3 6 14 18 (135) 14 α,18-dihydroxyisopimaradiene (R = R = H; R = OH; R = CH2OH) (136) Isopimaradienal (R3= R6= R14= H; R18= CHO)

CH2

R7 R18

7 18 (137) Acide sandaracopimarique (R = H; R = CO2H ) 7 18 (138) Acide-7α-acetoxysandaracopimarique (R = OAc; R = CO2H) 7 18 (139) Acide-7α-hydroxysandaracopimarique (R = OH ; R = CO2H) 7 18 (140) Acide-7β-hydroxysandaracopimarique (R = OH ; R = CO2H) 7 18 (141) Méthyl-7-oxosandaracopimarate (R = O ; R = CO2Me) 7 18 (142) Méthyl-7α-hydroxysandaracopimarate (R = OH ; R = CO2Me)

R11

CH2

R9 R 3 R7 R18

3 9 11 7 18 (143) Sandaracopimara-8(14),15-diene-7α,18-diol (R = R = R = H ; R = OH ;R = CH2OH)

64 (144) Salvipimarone (R3= R11= O; R7= R9= OH ; R18= Me) 3 7 9 11 18 (145) Isopimara-8(14), 15-diene (R = R = R = R = H ; R = CH3) (146) 7α-hydroxyisopimara-8(14),15-diene (R7= OH) (147) Isopimara-8(14), 15-dien-7-one (R7= O)

CH2 CH2

(148) Isopimara-8(9),15-diene (R7= H ) (150) Isopimara-6,8(14),15-triène (149) Isopimara-8,15-dien-7-one (R7= O )

R7 18 R 6 R 1 6 7 18 (151) Acide-7-oxo-13-épi-pimara-8,15-dien-18-oique (R =R = H; R = O; R = CO2H) (152) 6β-hydroxypimara-8,15-dien-1-one (R1= O; R6= OH; R7= H; R18= Me)

CH2 HOOC H OH O H

(153) Parryin (154) Acide-3,4-seco-isopimara-4(18),7,15-trièn-3-oique

CH2

H O O CO2H

(155) Pachystazone (156) Acide wiedemannique

65 O O

R3 CO2H

(157) Acide-3β-hydroxy-abiet-8(14)-en-18-oique,9α,13α –endoperoxide (R3= OH) 3 (158) Acide-3β-acetoxy-abiet-8(14)-en-18-oique,9α,13α -endoperoxide (R = OAc )

CO2H (159) Abieta-8,13-diene (161) Acide heldriechinique CH H 2 O O OH O

O CO2H H (160) Longipedine (162) Wiedelactone

R12 R15 R11 R1 R2 R14

R3 R7 6 R (163) Abieta-8,11,13-triène (164) 3-oxo- abieta-8,11,13-triène (R3 = O) (165) 7-oxo- abieta-8,11,13-triène (R7 = O) (166) 11-hydroxy-12-méthoxy-abieta-8,11,13-triène (R11 = OH; R12 = OMe) (167) 6-oxo-12-peroxyabieta-8,11,13-triène (R6 = O; R12 = OOH) (168)14-hydroxy-12-méthoxy-3-oxoabieta-8,11,13-triène (R3= O; R12 = OMe; R14 = OH) (169) Candelabrone (R3= R7= O; R11= R12= R14= OH) (170) Cryptojaponol (R7= O; R11= OH; R12= OMe) (171) Deméthylcryptojaponol (R7= O; R11= R12= OH) (172) 3-hydroxydeméthylcryptojaponol (R7= O; R3= R11= R12= OH) (173) 6α-hydroxydeméthylcryptojaponol (R7= O; R6= R11= R12= OH) (174) Euphraticol (R2= R11= R12= OH) (175) Ferruginol (R12= OH) (176)1-oxoferruginol (R1= O; R12= OH) (177) 6-oxoferruginol (R6= O; R12= OH)

66 (178) 14-hydroxyferruginol (R12= R14= OH) (179) 12-méthoxyferruginol (R12= OMe) (180) 2,12-diméthoxyferruginol (R2= R12= OMe) (181) Hypargénine A (R1= R7= O; R6= βOH; R12= OH) (182) Hypargénine C ( R6= R7= O; R12= OH) (183) Hypargénine E (R1= O; R11= R12= OH) (184) Inuroyleanone (R7= O; R11= R14= OH; R12= OMe) (185) Pomiférine D (R2= OH) (186) Pomiférine E (R2= OH; R7= O ) (187) Salviol (isorol) ( R2= R12= OH) (188) Salviviridinol (R6= R7= R11=OH; R12= OMe) (189) Sugiol (R7= O.; R12= OH) (190) 2α-hydroxysugiol (R2= R12= OH ; R7= O) (191) Trilobinone (R6= O; R7= R12= OH)

R12 R16 15 R11 R R1 R17 R20 R2 R14

R3 R7 18 R 19 R R6 18 (192) Acide dehydroabietique (R = CO2H) 3 18 (193) Acide-3-hydroxy-abieta-8,11,13-trièn-18-oique (R = OH; R = CO2H) 1 18 (194) Acide-1-oxo-abieta-8,11,13-trièn-18-oique (R = O; R = CO2H) (195) 7β,15- dihydroxy-abieta-8,11,13-triène (R7=R15= OH) (196) 15- hydroxy-7-oxo-abieta-8,11,13-triène (R7= O; R15= OH) (197) 18- hydroxy-7-oxo-abieta-8,11,13-triène (R7= O; R18= OH) (198) 11,12,16-trihydroxy-abieta-8,11,13-triène (R3= R12=R16= OH ) (199) 11,12,20-trihydroxy-abieta-8,11,13-triène (R11= R12=R20= OH) (200) 11,12,16,20- tetrahydroxy-abieta-8,11,13-triène (R11= R12= R16= R20= OH) 11 12 20 (201) Acide carnosique (R = R = OH; R = CO2H) 7 11 12 20 (202) Acide-7-oxocarnosique (R = O, R = R = OH; R = CO2H) 11 12 16 20 (203) Acide-16-hydroxycarnosique (R = R = OH; R = CH2OH; R = CO2H) 11 12 20 (204) Acide-12-méthoxycarnosique (R = OH; R = OMe; R = CO2H) 11 12 20 (205) Acide-11-acetoxycarnosique (R = OAc; R = OH; R = CO2H) 11 12 16 20 (206) Acide-16-acetoxycarnosique (R = R = OH; R = OAc; R = CO2H) 3 20 (207) Acide -3-oxo-abieta-8,11,13-trièn-20-oique (R = O ; R = CO2H) 6 7 11 12 20 (208) Acide-7α-hydroxy-6-oxocarnosique (R =O; R = αOH; R = R = OH; R = CO2H) 6 7 11 12 20 (209) Acide-7β-hydroxy-6-oxocarnosique (R =O; R = βOH; R = R = OH; R = CO2H) 11 12 20 (210) Carnosate de méthyle (R = R = OH; R = CO2Me) (211) Euphracal (R11= R12= R15= OH ; R20= CHO) (212) Ferruginal (R12= OH; R18= CHO) (213) 15-hydroxyferruginol (R11= R15= OH) 12 16 (214) 16-hydroxyferruginol (R = OH; R = CH2OH) (215) 7-oxoferruginol-18-al (R7= R12= OH; R18= CHO) (216) 10-acetylferruginol (R12= OH; R20= COMe) 6 7 11 14 12 20 (217) Forskalinone (R = R = O;R = R = OH; R = OMe; R = CH2OH) (218) Hypargenine B (R7= O; R12=R15= OH)

67 (219) 20-oxo-inuroyleanone (R7= O; R11= R14= OH; R12= OMe; R20= CHO) 2 14 18 (220) Nemorosine (R = R = OH; R = CO2H) (221) Pisiferal (R12= OH ; R20= CHO) 12 20 (222) Acide pisiferique (R = OH ; R = CO2H) 12 20 (223) Acide-12-méthoxypisiferique (R = OMe ; R = CO2H) 12 20 (224) 12-méthoxypisiferoate de méthyle (R = OMe; R = CO2Me) 18 (225) Pomiferine A (R = CH2OH) 12 18 (226) Pomiferine B (R = OH; R = CH2OAc) 11 12 18 (227) Pomiferine C (R = OH; R =OMe; R = CO2H) (228) Pomiferine F (R2= R15= OH; R7=O) 7 18 (229) Pomiferine G (R = O; R = CH2OAc) R12 R11 R1

OH 18 R

(230) 5,11,12-trihydroxy-abieta-8,11,13-triène (R1= R18= H; R11= R12= OH) (231) Acide-5-hydroxy-1-oxo-abieta-8,11,13-trièn-18-oique (R1= O; R11= R12= H; R18= CO2H) R12 R16 15 R11 R R1 R17 R2 R14

R3 R7 R6

(232) 6,12,14-trihydroxyabieta-6,8,11,13-tetraène (R6= R12= R14= OH) (233) 11,12-diméthoxyabieta-6,8,11,13-tetraèn-20-oate de méthyle (R11= R12= OMe; 18 R = CO2Me) (234) Acide-14-hydroxy-6,7-dehydrocarnosique (235) Cryptanol (R11= R12= R14= OH) (236) 6,7-dehydroferruginol (R12= OH) 12 16 (237) 16-hydroxy-6,7-dehydroferruginol (R = OH ; R = CH2OH) (238) Hypargenine D (R2= O ; R12= OH) (239) 6,7-dehydrosalviol (R2= R12= OH) (240) Trilobiol (R7= R12= OH) 12 16 R R 15 R11 R R1 R17 R20 R2 R14

R3 R7 18 R 19 R 6 R (241) 7-oxo-11,12,14-trihydroxy-20-méthoxy-abieta-5,8,11,13-tétraène (R7=O;

68 11 12 14 20 R = R = R =OH; R =CH2OMe) (242) 6,11-dihydroxy-12-méthoxy-abieta-5,8,11,13-tétraèn-7-one (R6= R11=OH; R12=OMe) 12 20 (243) Blephaeine (R = OMe; R = CO2H) (244) Montbretol (R6= R12= OH; R7= O) (245) Montbretyl-12-méthyl ether (R6= OH; R7= O; R12= OMe) (246) Pedicellatine (R1= R7= O; R6= OH) (247) Salvinolone (R7= O; R11= R12= OH) (248) 6-hydroxysalvinolone (14-deoxycoleon) ( R6= R11= R12= OH; R7= O) (249) Salvinolnyl-12-Me-ether (R7= O; R11= R12= OH) (250) Salvitchihatine (R11= OH) R12 R11

R3 18 R

3 18 (251) Acide antiochique (R = OH; R = CO2H) (252) Tchihatine (R3= R12= H; R11= OH; R18= Me)

R12 R16 R11 O

R14 O

R6 (253) Carnosol (R11= R12= OH) 11 12 16 (254) 16-hydroxycarnosol (R = R = OH; R = CH2OH) 11 12 16 (255) 16-acetoxycarnosol (R =R = OH; R = CH2OAc) (256) 12-méthoxycarnosol (R11= OH; R12= OMe) (257) 11,12-diméthoxycarnosol (R11= R12= OMe) (258) Isocarnosol (R11= R14= OH) (259) 12-hydroxy-isocarnosol (R11= R12= R14= OH) (260) Isogaldosol (R6= O; R11= R12= OH) (261) Isorosmanol (R6=R11=R12= OH} 6 11 12 16 (262) 16-hydroxy-isorosmanol (R =R =R = OH; R = CH2OH)

R12 R16 R11 O

R14 O R7' R7 R6 (263) Galdosol (R7’, R7= O; R11= R12= OH) (264) Rosmanol (R7’= H; R7= R11= R12= OH) 7’ 7 11 12 16 (265) 16-hydroxyrosmanol (R = H; R = R = R = OH; R = CH2OH)

69 (266) 7-ethoxyrosmanol (R7’= H; R7= OEt; R11= R12= OH) (267) 7-méthoxyrosmanol (R7’=H; R7= OMe; R11= R12= OH) (268) 11,12-diméthoxyrosmanol (R7’= H; R7= OH; R11= R12= OMe) 7’ 7 11 12 16 (269) 16-hydroxy-7-méthoxyrosmanol (R =H; R = OMe; R = R = OH; R = CH2OH) (270) Epirosmanol (R7= H; R7’= R11= R12= OH) (271) 16-hydroxyepirosmanol (R7= H; R7’= R11= R12= OH; R16= OMe) (272) 6,7-diméthoxy-7-epi-rosmanol (R6= R7= OMe; R7’= R11= R12= OH)

R12 R16 R11 R1 R20

R14 O

R6 (273) 20-deoxocarnosol (R11= R12= OH) (274) 12-méthoxy-20-deoxocarnosol (R12= OMe; R11= OH) 11 12 16 (275) 16-hydroxy-20-deoxocarnosol (R = R = OH; R = CH2OH) (276) 6-épideméthylesquirolin D (R6= R11= R12= R20= OH) (277) Salvibractone (R1= O; R12= OMe)

OMe O O

(278) 12-méthoxy-abieta-8,11,13-trièn-20,11-olide

O OH R1 20 R2 R R14

R3 R7 R6 (279) Taxodone (R6= OH) (280) Taxodione (R6= O) (281) 2α-hydroxytaxodione (R2= OH; R6= O) (282) 2-oxotaxodione (R2= R6= O) (283) 7-hydroxytaxodione (R7= OH; R6= O) (284) 6-deoxo-2α-hydroxytaxodione (R2= OH) (285) 2 α-hydroxytaxodone (R2= R6= OH) (286) 2α,7-dihydroxytaxodone (R2= R6= R7= OH) (287) Viridinol (R6= OH; R14= OMe) (288) 2α,7,11-trihydroxy-abieta-7,9(11),13-trièn-12-one

70 O OH R1 R2 R14

R3 R7 R6

(289) 2α,11-dihydroxyabieta-5,7,9(11),13-tétraèn-12-one (R2= R11= OH) (290) 15-deoxyfuerstione (R1 à R14= H) (291) 5,6-dehydro-7-hydroxytaxodone (R7= OH) (292) 5,6-dehydro-2α,7dihydroxytaxodone (R2= R7= OH) (293) Viridone ( R6= OMe)

O HO O

(294) Sagequinone methide A O O HO HO

O O

OH OH O O (295) 7,7’-bistaxodione (296) 11,11’-didehydroxy-7,7’-hydroxytaxodione

O HO

O cAO OAc

O O O

O AcO OAc O

297) Rosmanoylecarnosate (298) Hongencaotone

71 O O O O O

O R7 OH R6

(299) 11,12-dioxo-abieta-8,13-diene (R6= R7=H) (303) Rosmaquinone (300) 6α-hydroxy-11,12-dioxo-abieta-8,13-diene (301) Salviphlomone (R6= R7=OH) (302) Deoxysalviphlomone (R6= H; R7=OH)

OH R16 O R1 R17 20 R2 R O

R3 R7 R5 R6 (304) Royleanone(R1 à R7= H; R16 à R20= Me) (305) 2β-hydroxyroyleanone (R2= OH) (306) 6β-hydroxyroyleanone (R6= OH) (307) 7α-hydroxyroyleanone (R7= OH) (308) 7β-hydroxyroyleanone (R7= OH) 16 (309) 16-hydroxyroyleanone (R = CH2OH) 19 (310) 19-hydroxyroyleanone (R = CH2OH) (311) 7α-acetoxyroyleanone (R7= OAc) (312) 7-oxoroyleanone (R7= O) (313) 7α-acetoxy-6β-hydroxyroyleanone (R6= OH; R7= OAc) 7 19 (314) 7α-acetoxy-19-hydroxyroyleanone (R = OAc; R = CH2OH) 7 20 (315) 7α-acetoxy-20-hydroxyroyleanone (R = OAc; R = CH2OH) 6 18 (316) Acide-6-oxoroyleanone-18-oique (R = O; R = CO2H) 7 18 (317) Acide horminone-18-oique (R = OH; R = CO2H) (318) horminone-18-al (R7= OH; R18= CHO) (319) Nemorone (R7= OAc; R20= CHO) (320) Desacylnemorone (R7= OH; R20= CHO) 16 17 (321) Virgatol (R = R = CH2OH) (322) Candelabroquinone (R3= R7= O) R12 O

R20 O

R7 R7' R18 6 R

(323)12-méthoxyhorminone (R6= R7’= H; R7= OH; R12= OMe;R18= R20= Me) (324)12-deoxyroyleanone (R6= R7= R7’= R12=H; R18= R20=Me)

72 6 12 18 20 (325) Acide-6-oxo-12-méthoxyroyleanone-18-oique (R = O; R = OMe; R = CO2H; R = Me) (326)12-deoxy-7,7’-diméthoxy-6-oxoroyleanone (R6=O; R7= R7’=OMe; R12=H; R18= R20= Me) 6 7 7’ 12 18 20 (327) Acide trilobique (R = R = R = H; R = OMe; R = Me; R = CO2H)

R12 O

R5 R6 (328) Hypargenine F (R5=R12= OH; R6= H) (329) 6,7-dehydroroyleanone (R5= R6= H; R12= OH) (330) 12-deoxy-6,7-dehydroroyleanone (R5= R6= R12= H) (331) 12-deoxy-6-hydroxy-6,7-dehydroroyleanone (R5= R12= H; R6= OH)

R12 O

(332) 12-méthoxy-5,6-dehydrohorminone (R7=OH; R12= OMe) (333) 12-méthoxy-5,6-dehydroacetylhorminone (R7= OAc; R12= OMe )

OH OH O O O O O O R7 OMe (334) Bractealine (335) Canariquinone (R7= OEt) (336) Atuntzensine (R7= αOH)

OH O O

O O

19 R R6 6 19 (337) 6α,12,19-trihydroxy-11,14-dioxo-abieta-8,12-dien-20,7β-olide (R = OH, R = CH2OH) (338) Columbaridione (R6=H; R19= Me)

73 OH O

O O

R7 O (339) Regline ( R7= 7α-(3β-hydroxyolean-12- en-28-oate) (340) Sesseine ( R7= OAc) (341) Deactylsesseine ( R7= OH) OH OH O O

O O O O

O (342)12-hydroxy-11,14-dioxoabieta-6,8,12- triène-19,20-olide (343) 7,20-epoxyroyleanone

OH O R20

O O

(348) 8,9-epoxy-7-oxoroyleanone (349) Trilobiol

OH OH OH HO Me R2 OH

Me O O Me CH2 (350) Candesalvone A (R2= H) (352)19 (4→3) abéo-O-deméthylcryptojaponol (351) 2-oxo-candesalvone A (R2= O)

74 OH OH CH2OH

(353) 1112,16-trihydroxy-20(10→5)-abéo-abieta-1(10),6,8,11,13-pentène

Norditerpènes

OH OH OH OH O R16 O

(354) sageone (R16= Me) (356) Arucadiol (R7= H) (miltiodiol) 16 7 (355) 16-hydroxysageone(R = CH2OH) (357) Arucatriol (R = OH)

OH OH O

R7 O OH

(358) Salvirecognone (R7=O) (360)1,10-epoxy-5α-hydroxyabieta-8, 11,13- triène -7-one (359) Salvirecognine (R7=H)

O O O O R1 R16

(361) Miltirone (R1= H; R16= Me) (364) Δ1 dehydromiltirone (R3 = H) (362) 1(R)-hydroxymiltirone (R1= OH; R16= Me) (365) Saligerone (R3 = O) 1 16 (363) Tanshinone V (R = H; R = CH2OH)

OH O R1 R16

1 12 16 (366) Neocryptotanshinone (R =H; R = OH; R = CH2OH)

75 1 12 16 (367) Oleoylneocryptotanshinone (R =H; R = OH; R = CH2O-oleoyl) (368) Miltionone I (R1= O; R12= OH; R16= Me) 1 12 16 (369) Deoxyneocryptotanshinone (R =H; R = H; R = CH2OH)

OH O

(370) Sanigerone

OMe

OH O (371) 7-hydroxy-12-méthoxy-20-nor-abieta-1,5(10);7,9,12-pentane-6,14-dione

R12 O O

Me Me Me Me (372) Multicauline (R12= OMe) (374) Multiorthoquinone (R2= OMe) (373) Deméthylmulticauline (R12= OH) (375) 2-deméthylmultiorthoquinone (R2= OH)

OH O OH HO O

Me Me (376) Kronenquinone

O O

(377) 18,20-dinorabieta-1,3,5(10),6,8,13-hexaene-11,12-dione (RO-09-0680)

76 O O O O CH2OH

(378) TanshinoneVI (379) Méthylene miltirone

R12 O R16

(380) Danshenxinkun B (R12= OH; R16= Me) (381) 12-deoxydanshenxinkun B (R12= H; R16= Me) 12 16 (382) Danshenxinkun A (R = H; R = CH2OH) 12 16 (383) Oleoyldanshenxinkun A (R = H; R = CH2Ooleoyl)

OH OH COMe O Me

(384) Salvinone (385) Neocryptotanshinone II

OH OH O Me

O O

(386) Norsalvioxide (Przewalskine) (387) Danshenxinkun C

O OH O O O

MeOOC OH

H3C O HO2C CH3

388) Salvigerone (389) Acide salvipalestinoique

77 OH O O Me O OH

O H CH2

(390) 12,14-dihydroxy-7-oxo-2,3-seco-19(4→3)abéo-abieta-4(18),8,11,13- tetraèn-2,11-olide

OH O

MeOOC O

CH2 O Me

12 (391) Candesalvone B (R = OH ; R = H) (392)12-O-méthylcandesalvone B (R12 = OMe; R = H) 12 (393) Candesalvone B-ester de méthyle (R = OH; R = Me)

OH OH O O 2 HOOC O R

CH2 O Me 394) Candesalvoquinone (395) Limbinol (R2= OH) (396) Acetyllimbinol (R2= OAc) R OH Me H O O Me

HO O H

(397) Salvonitine (R= Oet) (398) De-O-ethylsalvonitine (R= H) (399) Salprionine OH OH OH OH OH OH

O O OH

(400) Salvilimbinol (401) 4-dehydrosalvilimbinol

78 O O O O R1 R2

(402) Aéthiopinone(R1= H) (404) Saprorthoquinone (R2= H) (403) 1-oxo-aethiopinone(R1= O) (405) 2-hydroxysaprorthoquinone (R2= OH)

O O

R14

R3 Me Me R4

(406) 4-hydroxysaprorthoquinone (R3= R14= H; R4= OH) (407) 4,14-dihydroxysaprorthoquinone (R3= H; R4= R14= OH) (408) Sclaréapinone (R3= O; R4= OH; R14= H) (409) Salvisyrianone (R3= O; R4=R14= H)

R12 O R1

(410) Salvipisone (R1= R3= H; R12= OH) (411) 1-oxosalvipisone (R1= O; R3= H; R12= OH) (412) 3-oxosalvipisone (R1= H; R3= O; R12= OH) (413) Acetylsalvipisone (R1= R3= H; R12= OAc) 1 3 12 (414) 12-isopentyl-3-oxosalvipisone (R = H; R = O; R = OCH2-CH=C(Me)2) OH OH O O O

O O

(415) 2,3-dehydrosalvipisone (416) Prineoparaquinone

79 OH O R16

(417) Sapriparaquinone (R3= H; R16= Me) (418) Limbinal (R3= H; R16= CHO) (419) 3-hydroxysapriparaquinone (R3= OH; R16= Me)

OH O

R3 Me 4 Me R

(420) 4-hydroxysapriparaquinone (R3= H; R4= OH) (421) 3-oxo-sapriparaquinone (R3= O; R4= H)

OH OH O O O R16 O

R3 CHO CHO

(422) 3-hydroxysapriparaquinone-1-ène (423) Rosmadial (R16= Me) 3 16 (R = OH) (424)16-hydroxyrosmadial (R = CH2OH)

OH HO

CHO CHO

(425) 2α,11,12-trihydroxy-6,7-seco-abieta-8,11,13-triène-6,7-dial (R2=OH)

80 OH

R2 O CHO H OH

(426)11,12-dihydroxy-6,7-seco-abieta-8,11,13-triène-6,7-dial-11,6-hemiacetale (R2=H) (427) Epimère de 425

CHO

(428) 7,8-seco-paraferruginone

O 17 O R R1

3 R 19 R 18 R

O O

(439) Δ1-dehydrotanshinone IIA

O 17 O R

R19 6 R

O O

R3 18 Me Me R R19 O 3 18 19 (445) Tanshindiol A (R =H; R = CH2OH; R =OH) (446) Miltionone II

O O HO CH3 HO O O

O (447) Danshenol B (448) Lanugon Q O HO

(449) 6-deoxo-5,6-dehydrolanugon Q O 17 O O R O Me

O O

R18 17 18 17 18 (450) Tanshinone I (R = Me, R = CH3) (451) Przewaquinone B (R = CH2OH, R = CH3) (452) Formyltanshinone (R18= CHO, R18= CHO) (453) 15,16-dihydrotanshinone I

O 17' O CH3 R R17 O Me HO

O O

(454) Danshenol A (R17= Me) (455) 15-epi-danshenol A (R17= H) (456) Trijuganone B

O O Me

(457) 1,2-Dihydrotanshinquinone

O O Me

R3 R4

3 (458) Méthylenetanshiquinone (Z= CH2; R = H) 3 (459) 3-Hydroxyméthylenetanshiquinone (Z= CH2; R = OH) (460) Nortanshinone (Z= O; R3= H) 3 (461) Przewaquinone F (Z= CH2OH, H ; R = H

O Me O O Me O

O O

R4 (462) Dihydronortanshinone (R4= O) (464) Isotanshinone I 4 (463) Méthylene dihydrotanshinquinone (R = CH2)

83 Me Me O O O O

R2 O O

R19

(465) Dihydroisotanshinone I (R2= H) (467) Isotanshinone IIA (R19= Me) 2 19 (466) Trijuganone A (R = OH) (468) Isotanshinone IIB (R = CH2OH)

Me O O O O

O O

(469) Isocryptotanshinone (470) Isotanshinone II

O O O O

O O

(471) Dihydroisotanshinone II (472) Tanshinlactone

O O Me O Me O O O

O O

(473) (474)

O O O Me O O O

O O

(475) (476) Prioketolactone

Me O CH OH O O 2 O Me O

O Me R6

(477) Danshenxinkun D (478) Cryptoacétalide (479) 6-méthylcryptoacétalide O O O O Me O O

Me R6

(480) Epicryptoacétalide (482) Danshenspiroketallactone (481) 6-Méthylépicryptoacétalide H H O O O O O Me O O O O H H H H (483) Epidanshenspiroketallactone (484) Neoprzewaquinone

O OH O

19 Me O R

(485) Icetexone (R19= O ; H-5α) (486) 5-épi-icetexone (R19= O; H-5β) (487) 19-deoxy-icetexone (R19= H, H) (488) 19(R) acétoxy-19-deoxo-icetexone (R19= OAc, H) 19 (489) 19-hydroxy-19-deoxo-icetexone (R = OH, H )

O O OH O O O

Me Me O R OH

(490)19-deoxyisoicetexone (491) Romulgarzone

85 O R1O OH

Me O

(492) Fruticuline A (R1= Me) (493) Deméthylfruticuline A (R1= H)

R11 OH R12

Me 7 Me R R14

(494) Salvicanol (R7= R14= H; R11= OH; R12= OMe) (495) Deméthylsalvicanol (R7= R14= H; R11= R12= OH) (496) Icetexane coulterone (R7= O; R11= R14= OH; R12= OMe) (497) Lanigerol (R7= R11= R14= H; R12= OH) OH OH OH OH O O H OH (498) Salviasperanol (499) 5,6-Dihydro-6α-hydroxysalviasperanol

O O OH OH

Me Me O O O O O O

(500) Anastomosine (501) 7,20-dihydroanastomosine

HO O O OH Me

Me O O OH O Me Me

(502) Dérivé anastomosine (503) Salviolone

86 O OH O Me OMe

O R3 H O OH O

3 (504) Multipolone (505) Tilifolidione (R = H ) (506) 3-Hydroxytilifolidione (R3= OH ) (507) 3-Oxotilifolidione (R3= O)

O O OMe MeO OH

O OH O O

(508) Dérivé de 507 (509) Fruticulin B

Me O Me O OH O Me Me O O OH

(510) Aegyptionone A (511) Aegyptionone B

HO OH HO OH

CHO CHO OH

(512) Dichroanal A (513) Dichroanal B

O OH O OH

O Me Me H

(514) Dichroanone (515) Salvimultine (Noricetexane)

87 R10 Me R2

OH O Me Me OH 1 10 (516) Acide salvicanarique (R = H; R = CO2H) (517) Salviacanaraldehyde (R2= H; R10= CHO) 2 10 (518) Acide-2α-hydroxysalvicannarique (R = OH; R = CO2H)

OHC

CHO CO2H OH

O O H O O O

(519) Safficinolide (520) Acide paramiltioique

R18 R19 O R11

(521) Microstegiol (R1= H; R11= OH; R18= R19= Me) (522) Salvibretol (R1= H;R11=R19= Me; R18= OH) (523)1-oxo-salvibretol (R1= OH; R11= R19= Me; R18= OH)

CH2 O OH O OH

Me Me

(524) Candidissiol (525) Saprionide

Me O OH O OH O

Me Me

(526) Sapriolactone (Salpriolactone) (527) Saprireanine

88 Me Me O O O Me Me O Me

(528) Salvilenone (R3 = H) (529) 3-hydroxysalvilenone (R3= OH) (530) Derivé du phenalenone Me Me O Me R3 O O OH H OMe Me

(531) Prionitine (532) Salvinolactone

O OH OH

H O

(533) Mattenoquinone (534) Sempervirole

H HO CO2H

(535) 6,7-Dihydrosempervirole (536) Verbenacine

89 V- 4- Tableau 1 : 535 diterpènes isolés de 142 espèces du genre Salvia

Diterpène Espèce Référence 2,6-dimethyl-10-(p-tolyl)undeca-2,6-(E)-diene (1) S. dorisiana 19 Manool (2) S. candidissima 38 S. limbata 39, 40 S. multicaulis 41 S. officinalis 42, 43 S. sclarea 36, 44 Δ7-Manool (3) S. sclarea 45 Sclareol (4) S. limbata 40 S. moorcraftiana 46 S. sclarea 36, 44, 47,48 6β-Hydroxysclaréol (5) S. moorcraftiana 46 Ent-sclareol (6) S. candidissima 38 S. sclarea 48 Labda-8(17),12E,14-trien-6,19-olide (7) S. leriafolia 49 Salvicine (8) S.verbenaca 50 Manoyl oxide (9) S. candidissima 38, 52,53 S. cyanescence 51 S. staminea 54 11β-Hydroxymanoyl oxide (10) S. candidissima 38 S. cyanescence 51 8,13-Diepimanoyl oxide (11) S. candidissima 53, 55 Ambreinolide (12) S. yosgadensis 56 6α-Hydroxyambreinolide (13) S. yosgadensis 56 Norambreinolide (14) S. yosgadensis 56 3α- Hydroxynorambreinolide (15) S. aethiopis 57 6α- Hydroxynorambreinolide (16) S. yosgadensis 56 6α-Hydroxy-8α-acetoxy-13,14,15,16-tetranorlabdan-12-oic acid (17) S. yosgadensis 56 Methyl-3α-hydroxy-8α-acetoxy- 13,14,15,16-tetranorlabdan-12-oate (18) S. aethiopis 57 Lasianthine (19) S. lasiantha 58 Thymonine (20) S. thymoides 59 7β-Hydroxythymonine (21) S. thymoides 59 Acide mélisodorique (22) S. melissodora 60 Semiatrine (23) S. semiatratha 61 7α-Hydroxyneocleroda-3,13-dien-18,19:15,16-diolide (24) S. fulgens 62 S. melissodora 63 S. semiatratha 61 S. thymoides 59 7-Oxoneocleroda-3,13-dien-18,19:15,16-diolide (25) S. thymoides 59 Kerlinolide (26) S. kerlii 64 Brevifloralactone (27) S. breviflora 65 S. melissodora 66 Brevifloralactone acetate (28) S. breviflora 65 7α-Acetoxy-2β-hydroxy-ent-clerodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (29) S. melissodora 66 7β-Hydroxy-ent-clerodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (30) S. melissodora 66 7α-Hydroxy-ent-clerodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (31) S. melissodora 63, 66 7α-Acetoxy-ent-clerodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (32) S. melissodora 66 2β,7α-Dihydroxy-ent-clerodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (33) S. melissodora 66 2β-Acetoxy-7α-hydroxy-ent-clerodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (34) S. melissodora 66 7-Oxo-ent-clerodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (35) S. melissodora 66 2β-Hydroxy-ent-clerodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (36) S. melissodora 66 2β-Hydroxy-7-oxo-ent-clerodan-3,13-dien-18,19:16,15-diolide (37) S. melissodora 66 7β,18,19-Trihydroxy-ent-cleroda-3,13-dien-16,15-olide (38) S. melissodora 66 Acide clérodermique (39) S. regla 67 15,18 acetoxy-ent-cleroda-3,13-dien-16,15-olide-19-oic-acid (40) S. tenorioi 6 Salvimadrensinol (41) S. madrensis 68 Salvimadrensinone (42) S. madrensis 68 Salvimadrensine (43) S. madrensis 68

71 Acide kerlinique (44) S. kerlii 69 Acide hardwickiique (45) S. divinorum 70 S. regla 67 Divinatorine A (46) S. divinorum 70 Divinatorine B (47) S. divinorum 70 DivinatorineC (48) S. divinorum 70 Ent-(5R,9R,10S)-7S-acetoxy-15,16-epoxy-1S,2S,12-trihydroxycleroda- S. haenkei 71 3,13(16),14-trien-18,19-olide (49) Amarisolide (50) S. amarissima 72 Salvigresine (51) S. greggi 73 2α-Hydroxy-7α-acetoxy-12-oxo-15:16- epoxy- neoclerodan-3,13(16),14- S. ramosa 6 trien-18:19-olide (52) S. urolepis 74 Portulide C (53) S. melissodora 63 Salvinorine A (54) S. divinorum 70 Salvinorine B (55) S. divinorum 70 Salvinorine C (56) S. divinorum 70 Salvinorine D (57) S. divinorum 70 Salvinorine E (58) S. divinorum 70 Salvinorine F (59) S. divinorum 70 Salviarine (60) S.carnea 6 S. gensneraeflora 75 S. greggi 73 S. reflexa 76 S. rhyacophylla 77 S. sousae 78 S. splendens 79 6β-Hydroxysalviarine(61) S. reflexa 76 S. rhyacophylla 77 15,16-Epoxy-8α-hydroxyneocleroda-2,13(16),14-trien-17,12R:18,19-diolide S. reflexa 76 (62) 7,8β-Dihydrosalviacoccine (63) S. gregg 80 S. sousae 78 6β –Acetoxysalviarine (64) S. rhyacophylla 77 10β –Acetoxysalviarine (65) S. rhyacophylla 77 Splendidine (66) S. splendens 81 Splenolide A (67) S. splendens 82 Splenolide B (68) S. splendens 82 1(10) Dehydrosalviarine (69) S. karwinskii 78 S. lineata 83 Dérivé de la linearifoline (70) S. sousae 84 Salviacoccine (71) S. coccinea 85 S. plebeia 86 6β-Hydroxy-7,8-dehydrobacchatricunaetine (72) S. rhyacophylla 77 Epoxysalviacoccine (73) S. plebeia 86 Infuscatine (74) S. infuscata 87 Genesnerofoline A (75) S. gensneraeflora 88 Splenolide C (76) S. splendens 82 77 S. adenophora 6 Ent-(4S,5R,9S,10R)-15,16- epoxycleroda-1,13(16),14-trien-17,12S:18,19- S. haenkei 71 diolide (78) Ent-(5R,9R)-15,16-epoxy-10S hydroxycleroda-3,13(16),14-trien- S. haenkei 71 17,12S:18,19-diolide (79) Ent-(5S,9R)-15,16-epoxy-10S- hydroxycleroda-3,7,13(16),14-tetraen- S. haenkei 71 17,12S:18,19-diolide (80) Linearolactone (81) S. lineata 83 S. polystachya 89 S. reptans 90

72 Diterpène Espèce Référence

7α-Acetoxy-7,8α-dihydrogensnerofoline B (82) S. gensneraeflora 75 Gensnerofoline B (83) S. gensneraeflora 75, 88 Polystachyne D (84) S. polystachya 89 Polystachyne E (85) S. polystachya 89 1α,10α-Epoxysalviarine(86) S. lineata 83 1α,2α-Epoxy-3,4-dihydrolinearilactone (87) S. reptans 90 Salvifoline (88) S. tiliaefolia 91 Salvifaricine (89) S. farinacea 92 S. leucantha 93 S. polystachya 89 S. tonalensis 94 Salvifarine (90) S. farinacea 92, 95 Polystachyne A (91) S. polystachya 89 Polystachyne B (92) S. polystachya 89 Polystachyne C (93) S. polystachya 89 Dehydrokerline (94) S. polystachya 89 S. rhyacophyla 77 Salvianduline D (95) S. blepharophylla 96 S. lavanduloide 97 Kerline (96) S. kerlii 64 16-Hydroxy-1-oxo-8 :12(R)-epoxy neocleroda- 13(14)dien 18,19 ;15,16- S. urolepis 74 diolide (97) Epimère de 97 en C16 (98) S. urolepis 74 15-Hydroxy-1-oxo-8 :12(R)-epoxy neocleroda-2,13(14)dien 18,19 ;16,15- S. urolepis 74 diolide (99) Epimère de 99 en C15 (100) S. urolepis 74 Rhyacophilline (101) S. rhyacophylla 77 7-Epirhyacophilline (102) S. rhyacophylla 98 7,8-Didehydrorhyacophilline (103) S. reflexa 76 Salvireptalolide (104) S. reptans 90 Salvianduline C (105) S. lavanduloide 99 Cardiophyllidine (106) S. cardiophylla 100, 101 Tonalensine(107) S. tonalensis 94, 102 Salvianduline A (108) S. haenkei 71 S. lavanduloide 103 Salviaduline B (109) S. lavanduloide 103 Tilifodiolide (110) S. tiliaefolia 91 SalviPuberuline (Puberuline) (111) S. puberula 104 112 S. carnea 6 Blepharolide A (113) S. blepharophylla 105 SalviIsopuberuline (Isopuberuline) (114) S. puberula 104 S. tiliaefolia 91 Salvileucantholide (115) S. leucantha 93 Salvigenolide (116) S. fulgens 62, 106 Salvianduline E (117) S. leucantha 93 Blepharolide B (118) S. blepharophylla 105 Salvisousolide (119) S. sousae 84 S. tonalensis 94 S. urolepis 74 Languduline (120) S. languidula 107 Isosalvisousolide (121) S. sousae 77 Salvimexicanolide (122) S. mexicana 108 Tonalenine (123) S. tonalensis 98 Salvialangudiline A (124) S. languidula 109 Salvialangudiline B (125) S. languidula 109 Salvialangudiline C (126) S. languidula 109 Salvialangudiline D (127) S. languidula 109

Diterpène Espèce Référence

Acide 14-oxopimarique (128) S. candidissima 110 S. wiedmannii 111 Acide isopimarique (129) S. caespitosa 112 S. greggi 72, 79 S. heldrichiana 113 S. wiedmannii 114 Acide 14α-hydroxyisopimarique (130) S. greggi 72, 79 S. microphylla 115 Acide 3β-hydroxyisopimarique (131) S. greggi 79 Acide 6β-hydroxyisopimarique (132) S. caespitosa 112 Isopimaradiene (133) S. mellifera 116 14 α-Hydroxyisopimara-7,15-diene (134) S. parryi 117 14 α,18-Dihydroxyisopimaradiene (135) S. greggi 79 S. microphylla 62 Isopimaradienal (136) S. caespitosa 112 Acide sandaracopimarique (137) S. caespitosa 112 S. fulgens 62 Acide 7α-Acetoxysandaracopimarique (138) S. microphylla 115 Acide 7α-Hydroxysandaracopimarique (139) S. microphylla 115 Acide 7β-Hydroxysandaracopimarique (140) S. heldrichiana 113 S. wiedmannii 114 Methyl-7-oxosandaracopimarate (141) S. microphylla 62 Methyl-7α-hydroxysandaracopimarate (142) S. microphylla 62 Sandaracopimara-8(14),15-dien-7α,18-diol (143) S. microphylla 115 Salvipimarone (144) S. multicaulis 41 Isopimara-8(14), 15-diene (145) S. multicaulis 41 S. parryi 117 7α-Hydroxyisopimara-8(14),15-diene (146) S. parryi 117 Isopimara-8(14), 15-dien-7-one (147) S. parryi 117 Isopimara-8(9),15-diene (148) S. argentea 118 Isopimara-8,15-dien-7-one (149) S. parryi 117 Isopimara-6,8(14),15-triene (150) S. parryi 117 Acide 7-oxo-13-epi-pimara-8,15-dien-18-oique (151) S. heldrichiana 113 6β-Hydroxypimara-8,15-dien-1-one (152) S. ceratophylla 119 Parryine (153) S. parryi 117 3,4-Seco-isopimara-4(18),7,15-triene-3-oic acid (154) S. cinnabarinna 120 Pachystazone (155) S. candidissima 38, 53 S. napifolia 121 S. pachystachys 122 Acide wiedemannique (156) S. heldrichiana 113 S. wiedmannii 114 Acide-3β-hydroxy-abiet-8(14)-en-18-oic,9α,13α –endoperoxide (157) S. oxyodon 123 Acide-3β-acetoxy-abiet-8(14)-en-18- oic-9α,13α -endoperoxide (158) S. oxyodon 123 Abieta-8,13-diene (159) S. phlomoide 124 Longipedine (160) S. longipedicellata. 125 Acide heldrichinique (161) S. heldrichiana 113 Wiedelactone (162) S. heldrichiana 113 S. multicaulis 126 S. recognita 127 S. wiedmannii 128 Abieta-8,11,13-triene (163) S. limbta 40 S. mellifera 129 S. phlomoide 124 S. prionitis 130

Diterpène Espèce Référence 3-oxo- abieta-8,11,13-triene (164) S. wiedmannii 114 7-oxo- abieta-8,11,13-triene (165) S. amplexicaulis 131 11-hydroxy-12-methoxy-abieta-8,11,13-triene (166) S. candidissima 38, 110 S. monbretii 132 6-oxo-12-peroxyabieta-8,11,13-triene (167) S. multicaulis 126 14-hydroxy-12-methoxy-3-oxo-abieta-8,11,13-triene (168) S. multicaulis 126 Candelabrone (169) S. candelabrum 133, 134, 135 S. palaestina 136 Cryptojaponol (170) S. candidissima 38 S. napifolia 121 S. phlomoide 124 S. sclarea 45 S. staminea 54 Demethylcryptojaponol (171) S. canariensis 137 S. monbretii 138 S. phlomoide 124 3-hydroxydemethylcryptojaponol (172) S. pubescens 139 6α-hydroxydemethylcryptojaponol (173) S. canariensis 137 Euphraticol (174) S. euphratica 140 Ferruginol (175) S. aethiopis 141 S. amplexicaulis 131 S. apiana 142 S. argentea 118, 143 S. blepharochlyna 144 S. bracteata 145 S. caespitosa 15112 S. candidissima 38, 110 S. ceratophylla 119 S. cilicica 146 S. cyanescence 51 S. eriophora 147 S. hypargeaie 148, 149 S. jaminiana 150 S. lanigera 151 S. limbata 40 S. mellifera 129 S. microstegia 152 S. milthiorrhiza 153, 154 S. monbretii 138 S. multicaulis 126 S. munzii 155 S. napifolia 121 S. potentillifolia 156 S. prionitis 157 S. recognita 127 S. sclarea 36, 44, 45 S. staminea 54 S. syriaca 158 S. tiliaefolia 159 S. trijuga 160 S. triloba 161 S. virgata 162 S. viridis 163 S. wiedmannii 114 1-Oxoferruginol (176) S. multicaulis 41 S. napifolia 121 S. viridis 163

75 6-Oxoferruginol (177) S. multicaulis 126 S. napifolia 121 14-Hydroxyferruginol (178) S. monbretii 138 12-Methoxyferruginol (179) S. bracteata 145 S. monbretii 138 S. pachystachys 122 S. pommifera 164 2,12-Dimethoxyferruginol (180) S. pachystachys 122 Hypargenine A (181) S. hypargeaie 148, 149 Hypargénine C (182) S. hypargeaie 148 Hypargénine E (183) S. hypargeaie 148 Inuroyleanone (184) S. cilicica 146 S. coulteri 165 S. lavanduliefolia 166 S. pratensis 167 Pomiferine D (185) S. pommifera 164 Pomiferine E (186) S. pommifera 164 Salviol (isorol) (187) S. canariensis 168 S. cardiophylla 91 S. sclarea 169 S. tomentosa 170 S. milthiorrhiza 171 S .texana 169 Salviviridinol (188) S. canariensis 168 S. viridis 163 Sugiol (189) S. albocaerula 172 S. amplexicaulis 131 S. aspera 173 S. bracteata 145 S. canariensis 137 S. candelabrum 134 S. coulteri 165 S. lanata 174 S. milthiorrhiza 171, 175 S. napifolia 121 S. pachystachys 122 S. phlomoide 124 S. pratensis 167 S. prionitis 157 S. recognita 127 S. tomentosa 170 S. trijuga 160 S. triloba 176 S. viridis 163 2α-hydroxysugiol (190) S. cardiophylla 91 S. texana 177 Trilobinone (191) S. triloba 161 Acide dehydroabietique (192) S. tchihatchiffi 178 S. tomentosa 170, 179 Acide 3-hydroxy-abieta-8,11,13-triene-18-oique (193) S. oxyodon 123 Acide 1-oxo-abieta-8,11,13-triene-18-oique (194) S. tomentosa 180 7β,15- Dihydroxy-abieta-8,11,13-triene (195) S. sapinae 181 15- Hydroxy-7-oxoabieta-8,11,13-triene (196) S. albocaerula 172 18- Hydroxy-7-oxo-abieta-8,11,13-triene (197) S. pommifera 164 11,12,16-Trihydroxy-abieta-8,11,13-triene (198) S. mellifera 182 11,12,20-Trihydroxy-abieta-8,11,13-triene (199) S. mellifera 182 11,12,16,20- Tetrahydroxy-abieta-8,11,13-triene (200) S. mellifera 183 Acide carnosique(201) S. apiana 184 S. canariensis 168, 185 S. columbariae 186

76 S. mellifera 182, 183, 187 S. munzii 188 S. officinalis 189, 43, 190 S. willeana 191 Acide 7-oxocarnosique (202) S. canariensis 168 Acide 6-hydroxycarnosique (203) S. apiana 184 S. chinopeplica 192 S. mellifera 183 S. munzii 188 Acide 12-méthoxycarnosique (204) S. lanigera 193 S. officinalis 189, 43 S. tomentosa 170 Acide 11-acetoxycarnosique (205) S. canariensis 194 S. columbariae 195 Acide 16-acetoxycarnosique (206) S. mellifera 183 Acide 3-oxo-abieta-8,11,13-triene-20-oique (207) S. ceratophylla 119 Acide 7α-hydroxy-6-oxocarnosique (208) S. canariensis 168 Acide 7β-hydroxy-6-oxocarnosique (209) S. canariensis 168 S. lanigera 193 S. officinalis 43 Carnosate methyl ester (210) S. ceratophylla 119 Euphracal (211) S. euphratica 140 S. multicauli 126 Ferruginal (212) S. pisidica 196 15-Hydroxyferruginol (213) S. pachystachys 122 16-Hydroxyferruginol (214) S. chinopeplica 192 7-Oxoferruginol-18-al (215) S. sclarea 36 10-Acetylferruginol (216) S. microstegia 152 Forskalinone (217) S. forskhalei 197 Hypargenine B (218) S. hypargeaie 148 20-Oxo-inuroyleanone (219) S. coulteri 165 S. lanigera 198 Nemorosine (220) S. nemorosa 199 Pisiferal (221) S. lanigera 200 S. mellifera 173 S. microstegia 152 S. multicaulis 41 S. pisidica 196 S. wiedmannii 111 Acide pisiferique (222) S. blepharochlyna 144 Acide 12-méthoxypisiferique (223) S. blepharochlyna 144 S. candelabrum 134 S. palaestina 136 S. wiedmannii 114 12-Methoxypisiferate de méthyle (224) S. blepharochlyna 144 Pomiferine A (225) S. pomifera 164 Pomiferine B (226) S. pomifera 164 Pomiferine C (227) S. pomifera 164 Pomiferine F (228) S. pomifera 201 Pomiferine G (229) S. pomifera 201 5,11,12-Trihydroxy-abieta-8,11,13-triene (230) S. microstegia 152 Acide 5-hydroxy-1-oxo-abieta-8,11,13-trien-18-oique(231) S. candidissima 38 6,12,14-Trihydroxyabieta-6,8,11,13-tetraene (232) S. napifolia 121 11,12-Dimethoxyabieta-6,8,11,13-tetraen-20-oate de méthyle (233) S. canariensis 168 Acide 14-Hydroxy-6,7-dehydrocarnosique (234) S. lanigera 202 Cryptanol (235) S. candidissima 110 S. cilicica 146 S. cryptantha 203 S. euphratica 140

S. hypargeaie 148 S. jaminiana 150 S. multicaulis 127 S. napifolia 121 S. pachystachys 122 S. pisidica 196 S. potentillifolia 156 S. triloba 161 S. virgata 162 S. wiedmannii 114 6,7-Dehydroferruginol (236) S. apiana 142 S. munzii 15 5 16-Hydroxy-6,7-dehydroferruginol (237) S. apiana 142 Hypargenine D (238) S. hypargeaie 148, 149 6,7-Dehydrosalviol (239) S. texana 204 Trilobiol (240) S. triloba 161 7-Oxo-11,12,14-trihydroxy-20-methoxy-abieta-5,8,11,13-tetraene S. candidissima 38 (241) 6,11-Dihydroxy-12-methoxy-abieta-5,8,11,13-tetraen-7-one (242) S. phlomoide 205 Blephaein (243) S. blepharochlyna 144 Montbretol (244) S. milthiorrhiza 206 S. monbretii 138 Montbretyl-12-methyl ether (245) S. candidissima 110 S. monbretii 138 Pedicellatine (246) S. longipedicellata 125 Salvinolone (247) S. bracteata 145 S. candidissima 38 S. dichroanta 170 S. monbretii 131 S. prionitis 207 S. sclarea 45 6-Hydroxysalvinolone (248) S. hypargeaie 149 S. jaminiana 150 S. monbretii 132 S. phlomoide 124 Salvinolonyl-12-Me-ether (249) S. candidissima 38 Salvitchihatine (250) S. tchihatchiffi 179 Antiochic acid (251) S. tomentosa 179 Tchihatine (252) S. tchihatchiffi 178 Carnosol (253) S. canariensis 168, 185 S. chinopeplica 192 S. columbariae 186 S. mellifera 182, 183, , 187 S. munzii 188 S. officinalis 189, 43, 208 S. rubescens 209 S. triloba 210 16-Hydroxycarnosol (254) S. chinopeplica 192 S. mellifera 116 S. munzii 188 S. rubescens 209 16-Acetoxycarnosol (255) S. canariensis 185 12-Methoxycarnosol (256 ) S. officinalis 189 11,12-Dimethoxycarnosol (257) S. columbariae 186 S. rubescens 209 Isocarnosol (258) S. lanigera 193, 198, 211 12-Hydroxy-isocarnosol (259) S. lanigera 193

Isogaldosol (260) S. mellifera 187 Isorosmanol (261) S. columbariae 186 S. mellifera 182, 183, 187 S. munzii 188 S. officinalis 189, 43, 190 S. willeana 191 16-Hydroxy-isorosmanol (262) S. mellifera 183 S. munzii 188 Galdosol (263) S. canariensis 168 S. mellifera 182, 187 S. officinalis 189 S. lavanduliefolia 123 Rosmanol (264) S. canariensis 168, 194 S. columbariae 186 S. mellifera 182, 183 S. munzii 188 S. officinalis 189, 43 S. rubescens 209 S. tomentosa 170 16-Hydroxyrosmanol (265) S. mellifera 188 S. munzii 170 7-Ethoxyrosmanol (266) S. canariensis 194 S. columbariae 195 S. officinalis 42 7-Methoxyrosmanol (267) S. canariensis 194, 185 S. chinopeplica 192 S. columbariae 195 S. mellifera 183 S. munzii 196 S. officinalis 43 11,12-Diméthoxyrosmanol (268) S. columbariae 186 16-Hydroxy-7-methoxyrosmanol (269) S. munzii 188 S. rubescens 209 Epirosmanol (270) S. columbariae 186 S. mellifera 183 S. munzii 188 S. officinalis 189, 43 16-Hydroxyepirosmanol (271) S. mellifera 184 S. munzii 188 6,7-Dimethoxy-7-épi-rosmanol (272) S. officinalis 43 20-Deoxocarnosol (273) S. candidissima 52 S. columbariae 195 12-Methoxy-20-deoxocarnosol (274) S. canariensis 137 16-Hydroxy-20-deoxocarnosol (275) S. chinopeplica 192 S. mellifera 183 6-Epidemethylesquiroline D (276) S. aspera 173 Salvibractone (277) S. bracteata 145 12-Methoxy-abieta-8,11,13-trien-20,11-olide (278) S. officinalis 42 Taxodone (279) S. hypargeaie 149 S. munzii 155 S. phlomoide 124 Taxodione (280) S. aspera 156, 173 S. hypargeaie 148 S. lanigera 212 S. mellifera 129 S. monbretii 132, 138 S. moorcraftiana 213 S. munzii 155

S. nipponica 214 S. pachystachys 122 S. phlomoide 124 S. prionitis 130 S. staminea 54 S. verbenaca 212 2α-Hydroxytaxodione (281) S. texana 169 2-Oxotaxodione (282) S. texana 177 7-Hydroxytaxodione (283) S. monbretii 132 6-Deoxo-2α-hydroxytaxodione (284) S. texana 169 2 α-Hydroxytaxodone (285) S. texana 169 2α,7-Dihydroxytaxodone (286) S. texana 169 Viridinol (287) S. viridis 163 2α,7,11-Trihydroxy-abieta-7,9(11),13-trien-12-one (288) S. texana 177 2α,11-Dihydroxyabieta-5,7,9(11),13-tetraen-12-one (289) S. texana 177 15-Deoxyfuerstione (290) S. mellifera 129 S. moorcraftiana 213 5,6-Dehydro-7-hydroxytaxodone (291) S. munzii 155 5,6-Dehydro-2α,7dihydroxytaxodone (292) S. texana 215 Viridone (293) S. syriaca 158 S. viridis 163 Sagequinone methide A (294) S. officinalis 43 7,7’-Bistaxodione (295) S. monbretii 132 11,11’-Didehydroxy-7,7’-hydroxytaxodione (296) S. monbretii 132 Carnosate de rosmanoyle (297) S. canariensis 168 Hongencaotone (298) S. prionitis 216 11,12-Dioxo-abieta-8,13-diene (299) S. candidissima 38 S. hypargeaie 149 S. napifolia 121 6α-Hydroxy-11,12-dioxo-abieta-8,13-diene (300) S. recognita 127 Salviphlomone (301) S. phlomoide 124 Deoxysalviphlomone (302) S. milthiorrhiza 171 S. nutans 217 Rosmaquinone (303) S. canariensis 194 Royleanone (304) S. aethiopis 141, 218 S. buccharia 219 S. lanata 220 S. lanigera 212 S. lavanduliefolia 166 S. mellifera 129 S. moorcraftiana 221 S. nemorosa 222 S. nutans 217 S. officinalis 208 S. pachystachys 122 S. phlomoide 124 S. pratensis 167, 223 S. prionitis 157 S. tomentosa 224 S. triloba 176 2β-Hydroxyroyleanone (305) S. cryptantha 193 6β-Hydroxyroyleanone (306) S. triloba 161 7α-Hydroxyroyleanone (Horminone) (307) S. amplexicaulis 131 S. austriaca 224 S. blepharochlyna 144 S. bracteata 145 S. candidissima 110 S. carducea 222 S. cryptantha 203

S. deserta 222 S. dracocephaloide 219 S. eriophora 147 S. hypargeaie 148 S. korolkovii 219 S. lanata 225 S. mellifera 129 S. moorcraftiana 221 S. multicaulis 41 S. munzii 155 S. napifolia 121 S. nutans 217 S. officinalis 208 S. pachystachys 122 S. palaestina 135 S. pisidica 196 S. potentillifolia 156 S. pratensis 167, 223 S. tomentosa 170, 224 S. triloba 161 S. verbenaca 212, 222 S. verticillata 224 S. virgata 162 S. wiedmannii 114 7β-Hydroxyroyleanone (308) S. lanigera 202, 212 S. moorcraftiana 221 16-Hydroxyroyleanone (309) S. apiana 142 19-Hydroxyroyleanone (310) S. chinopeplica 192 7α-Acetoxyroyleanone (311) S. amplexicaulis 131 S. austriaca 224 S. blepharochlyna 144 S. bracteata 145 S. buccharia 226 S. candelabrum 134 S. candidissima 110 S. carducea 222 S. cryptantha 203 S. cyanescence 51 S. deserta 222 S. eriophora 147 S. fruticulosa 227 S. lanata 225 S. lavanduliefolia 166 S. moorcraftiana 213, 221 S. multicaulis ? S. napifolia 121 S. nutans 217 S. officinalis 208 S. phlomoide 124 S. pisidica 196 S. potentillifolia 156 S. pratensis 167, 223 S. pubescens 139 S. tomentosa 170, 224 S. triloba 161, 176 S. verbenaca 222 S. verticillata 224 S. virgata 162 S. wiedmannii 114

81 7-Oxoroyleanone (312) S. lanigera 228 S. moorcraftiana 221 S. pratensis 167 S. sclarea 36, 44 7α-Acetoxy-6β-hydroxyroyleanone (313) S. verbenaca 212 7α-Acetoxy-19-hydroxyroyleanone (314) S. regla 229 7α-Acetoxy-20-hydroxyroyleanone (315) S. lanata 220 Acide 6-oxoroyleanone-18-oique(316) S. divaricata 230 Acide horminone-18-oique (317) S. divaricata 230 Aldehyde horminone-18-al (318) S. candicans 231 Nemorone (319) S. nemorosa 232 S. pubescens 139 Desacylnemorone (320) S. lanata 225 S. lanigera 202, 212 S. nemorosa 222 S. pubescens 139 Virgatol (321) S. triloba 161 S. virgata 162 Candelabroquinone (322) S. candelabrum 135 12-Methoxyhorminone (323) S. bracteata 146 12-Deoxyroyleanone (324) S. cilicica 36 Acide 6-oxo-12-methoxyroyleanone-18-oique (325) S. divaricata 230 12-Deoxy-7,7’-dimethoxy-6-oxoroyleanone (326) S. nutans 217 Acide trilobique (327) S. triloba 233 Hypargenine F (328) S. hypargeaie 148 S. monbretii 138 6,7-Dehydroroyleanone (329) S. bracteata 145 S. jaminiana 150 S. eriophora 147 S. lanata 174 S. lanigera 212 S. lavanduliefolia 166 S. moorcraftiana 234 S. officinalis 208 S. pratensis 167, 224 S. tchihatchiffi 178 S. tomentosa 224 12-Deoxy-6,7-dehydroroyleanone (330) S. nutans 217 12-Deoxy-6-hydroxy-6,7-dehydroroyleanone (331) S. nutans 217 12-Methoxy-5,6-dehydrohorminone (332) S. multicaulis 41 S. recognita 170 12-Methoxy-5,6-dehydroacetylhorminone (333) S. multicaulis 41 Bractealine (334) S. bracteata 145 S. multicaulis 41 Canariquinone (335) S. canariensis 194 Atuntzensine (336) S. officinalis 189 6α,12,19-Trihydroxy-11,14-dioxo-abieta-8,12-dien-20,7β- S. gilliessi 235 olide (337) Columbaridione (338) S. columbariae 195 S. officinalis 189 Regline (339) S . r e g l a 6 6 Sesseine (340) S. regla 66, 229 Deactylsesseine (341) S. regla 66, 229 12-Hydroxy-11,14-dioxoabieta-6,8,12-trien-19,20-olide S. gilliessi 235 (342) 7,20-Epoxyroyleanone (343) S. candidissima 38 S. napifolia 121 Conacytone (344) S. anastomans 236 S. ballotaeflora 237 S. candicans 231

82 S. pubescens 139 Methylconacytone (345) S. candicans 231 S. pubescens 238 Isomere of conacytone (346) S. candicans 231 19-Methoxy of 346 (347) S. candicans 231 8,9-Epoxy-7-oxoroyleanone (348) S. pratensis 168 Trilobiol (349) S. triloba 233 Candesalvone A (350) S. candelabrum 134 2-Oxo-candesalvone A (351) S. palaestina 136 19 (4→3) Abeo-O-demethylcryptojaponol (352) S. pubescens 139 11,12,16-Trihydroxy-20(10→5)-abeo-abieta-1(10),6,8,11,13- S. apiana 142 pentaene (353) Sageone (354) S. mellifera 187 S. officinalis 43 16-Hydroxysageone (355) S. chinopeplica 192 S. mellifera 116 Arucadiol (356) S. apiana 149 S. argentea 118 S. columbariae 195 S. lanigera 200 S. milthiorrhiza 171, 239 S. prionitis 157, 240 Arucatriol (357) S. canariensis 168 Salvirecognone (358) S. recognita 127 Salvirecognine (359) S. recognita 127 1,10-Epoxy-5α-hydroxyabieta-8, 11,13- trien -7-one (360) S. moorcraftiana 221 Miltirone (361) S. drobovi 241 S. milthiorrhiza 153, 171, 242 S. officinalis 189 S. prionitis 243 1(R)-Hydroxymiltirone (362) S. argentea 118 Tanshinone V (363) S. milthiorrhiza 154 Δ1 Dehydromiltirone (364) S. milthiorrhiza 154, 171 Saligerone (365) S. lanigera 244 Neocryptotanshinone (366) S. milthiorrhiza 245, 246 Oleoylneocryptotanshinone (367) S. milthiorrhiza 247 Miltionone I (368) S. milthiorrhiza 248 Deoxyneocryptotanshinone (369) S. lanigera 230 S. milthiorrhiza 246 Sanigerone (370) S. lanigera 244 7-Hydroxy-12-methoxy-20-nor-abieta-1,5(10);7,9,12- S. cilicica 146 pentaene-6,14-dione (371) Multicauline (372) S. blepharochlyna 144 S. multicaulis 41 Demethylmulticauline (373) S. multicaulis 41 Multiorthoquinone (374) S. blepharochlyna 144 S. multicaulis 41 2-Demethylmultiorthoquinone (375) S. blepharochlyna 144 S. multicaulis 41 Kronenquinone (376) S. kronenburgui 249 18,20-Dinorabieta-1,3,5(10),6,8,13-hexaene-11,12-dione S. glutinosa 224 (RO-09-0680) (377) S. milthiorrhiza 153, 171, 242, 250, TanshinoneVI (378) S. milthiorrhiza 154 Methylene miltirone (379) S. milthiorrhiza 171, 250 Danshenxinkun B (380) S. glutinosa 224 S. milthiorrhiza 171, 242, 246 S. prionitis 243 S. przewalskii 251 12-deoxydanshenxinkun B (381) S. glutinosa 224

Danshenxinkun A (382) S. milthiorrhiza 171, 175, 250 S. przewalskii 251 Oleoyldanshenxinkun A (383) S. milthiorrhiza 248 Salvinone (384) S. milthiorrhiza 171, 250 Neocryptotanshinone II (385) S. milthiorrhiza 206 Norsalvioxide (Przewalskine) (386) S. milthiorrhiza 239 S. przewalskii 252 Danshenxinkun C (387) S. milthiorrhiza 171 Salvigerone (388) S. lanigera 200 Acide salvipalestinoique (389) S. palaestina 136 12,14-dihydroxy-7-oxo-2,3-seco- 19(4→3)abeo-abieta- S. palaestina 253 4(18),8,11,13-tetraen-2,11-olide (390) Candesalvone B (391) S. candelabrum 134 S. palaestina 136 12-O-methylcandesalvone B (392) S. candelabrum 135 Candesalvone B methyl ester (393) S. candelabrum 135 Candesalvoquinone (394) S. candelabrum 135 Limbinol (395) S. limbata 39 S. monbretii 132 S. prionitis 254 Acetyllimbinol (396) S. limbata 40 Salvonitine (397) S. prionitis 255 De-O-ethylsalvonitine(398) S. prionitis 256 Salprionine(399) S. prionitis 256 Salvilimbinol (400) S. eriophora 147 S. limbata 39 S. monbretii 132 S. prionitis 254 4-Dehydrosalvilimbinol (401) S. limbata 39 S. syriaca 158 Aethiopinone (402) S. aethiopis 257,141, 258 S. argentea 118, 143 S. candidissima 52 S. ceratophylla 119 S. cyanescence 51 S. eriophora 147 S. hypargeaie 149 S. sclarea 45 S. viridis 163 1-Oxo-aethiopinone (403) S. argentea 118, 143 S. candidissima 110 S. monbretii 132 S. sclarea 45 Saprorthoquinone (404) S. hypargeaie 149 2-Hydroxysaprorthoquinone (405) S. monbretii 132 4-Hydroxysaprorthoquinone (406) S. prionitis 207 S. limbata 39 S. prionitis 254 4-14-Dihydroxysaprorthoquinone (407) S. eriophora 147 Sclareapinone (408) S. prionitis 254 S. sclarea 45 Salvisyrianone (409) S. syriaca 158 Salvipisone (410) S. aethiopis 141, S. argentea 118, 143 S. candidissima 38, 110 S. ceratophylla 119 S. cyanescence 51 S. eriophora 147 S. sclarea 36, 44, 45

1-Oxosalvipisone (411) S. candidissima 110 3-Oxosalvipisone (412) S. candidissima 53 Acetylsalvipisone (413) S. sclarea 45 12-Isopentenyl-3-oxosalvipisone (414) S. cyanescence 51 2,3-Dehydrosalvipisone (415) S. argentea 144 S. candidissima 38 S. sclarea 36, 44, 45 Prineoparaquinone (416) S. prionitis 130 12-Hydroxysapriparaquinone (417) S. eriophora 147 S. limbata 39 S. prionitis 259 Limbinal (418) S. limbata 40 3, 12-Dihydroxysapriparaquinone (419) S. limbata 39 4, 12-Dihydroxysapriparaquinone (420) S. eriophora 147 S. prionitis 207 3-Oxo-sapriparaquinone (421) S. prionitis 158 3, 12-Dihydroxysapriparaquinone-1-ene (422) S. eriophora 147 S. limbata 39 Rosmadial (423) S. columbariae 186 S. limbata 39 S. mellifera 182, 183, 187 S. officinalis 189 16-Hydroxyrosmadial (424) S. mellifera 183 2α,11,12-Trihydroxy-6,7-seco-abieta-8,11,13-trien-6,7-dial S. texana 204 (425) 11,12-Dihydroxy-6,7-seco-abieta-8,11,13-trien-6,7-dial-11,6- S. munzii 155 hemiacetale (426) Epimère de 425 (427) S. texana 204 7,8-Seco-paraferruginone (428) S. prionitis 254 Tanshinone IIA (429) S. aeria 143 S. constanea 143, 260 S. glutinosa 224 S. hians 261 S. milthiorrhiza 154, 171, 175, 242, 246, 262 S. przewalskii 251, 252 S. trijuga 143, 263 S. triloba 264 S. yunnanensis 143 1-Hydroxytanshinone IIA (430) S. milthiorrhiza 171, 242, 265 S. przewalskii 252 3α-Hydroxytanshinone IIA (431) S. milthiorrhiza 171, 266, 267 S. trijuga 263 3α,17-Dihydroxytanshinone IIA (432) S. hians 261 Tanshinone IIB (433) S. milthiorrhiza 154, 171, 262, 267 S. przewalskii 251, 252 S. trijuga 262 Przewaquinone A (434) S. constanea 143 S. milthiorrhiza 268 S. przewalski 252, 269 Methyltanshinonate (435) S. milthiorrhiza 171, 242, 262, 265, 267 S. przewalskii 251 S. trijuga 263 Tanshindiol B (436) S. milthiorrhiza 171, 266, 267 S. przewalskii 270 Tanshindiol C (437) S. milthiorrhiza 171, 266 S. przewalskii 270 Przewaquinone C (438) S. milthiorrhiza 271 S. przewalskii 270

Δ1-Dehydrotanshinone IIA (439) S. milthiorrhiza 153, 172 Cryptotanshinone (440) S. apiana 142 S. axillaris 272 S. drobovi 241 S. glutinosa 224 S. karabachensis 210 S. mellifera 116 S. milthiorrhiza 154, 171, 175, 242, 246, 262 S. munzii 155 S. przewalskii 251 S. trautivettri 241 S. trijuga 263 6-Methylcryptotanshinone (441) S. aegyptiaca 25 7 Trijuganone C (442) S. milthiorrhiza 273 S. trijuga 160 17-Hydroxcryptotanshinone (443) S. munzii 155 Tanshinalehyde (444) S. milthiorrhiza 242, 271, 265 S. przewalskii 252 Tanshindiol A (445) S. milthiorrhiza 171, 266 Miltionone II (446) S. milthiorrhiza 248 Danshenol B (447) S. milthiorrhiza 175, 274 Lanugone Q (448) S. apiana 142 6-Deoxo-5,6-dehydrolanugon Q (449) S. apiana 149 Tanshinone I (450) S. aeria 143 S. constanea 143, 275 S. drobovi 241 S. glutinosa 224 S. karabachensis 241 S. milthiorrhiza 154, 171, 175, 242, 246, 262 S. przewalskii 251, 252 S. trijuga 143 S. triloba 276 S. yunnanensis 143 Przewaquinone B (451) S. constanea 143 S. milthiorrhiza 268 S. przewalskii 269 Formyltanshinone (452) S. milthiorrhiza 171 15,16-Dihydrotanshinone I (453) S. glutinosa 224 S. milthiorrhiza 154, 171, 175, 242, 246, 262 S. nipponica 214 S. przewalskii 251 S. trijuga 263 Danshenol A (454) S. glutinosa 224 S. milthiorrhiza 175, 274 15-epi-danshenol A (455) S. glutinosa 224 Trijuganone B (1,2,15,16, terahydrotanshiquinone) (456) S. milthiorrhiza 171, 242 S. trijuga 277 1,2-dihydrotanshinquinone (457) S. milthiorrhiza 171 Methylenetanshiquinone (458) S. milthiorrhiza 171, 22é, 261 S. trijuga 263 S. triloba 278 3-Hydroxymethylenetanshiquinone (459) S. milthiorrhiza 171, 265 S. trijuga 263 Nortanshinone (460) S. milthiorrhiza 242, 266 S. przewalskii 251 Przewaquinone F (461) S. przewalskii 270

86 Dihydronortanshinone (462) S. milthiorrhiza 273 Methylene dihydrotanshinquinone (463) S. milthiorrhiza 171 Isotanshinone I (464) S. glutinosa 224 S. milthiorrhiza 171 Dihydroisotanshinone I (465) S. glutinosa 224 S. milthiorrhiza 171, 242 S. prionitis 240 Trijuganone A (466) S. trijuga 277 Isotanshinone IIA (467) S. milthiorrhiza 171 Isotanshinone IIB (468) S. milthiorrhiza 171, 245 Isocryptotanshinone (469) S. mellifera 129 S. milthiorrhiza 171 Isotanshinone II (470) S. glutinosa 224 Dihydroisotanshinone II (471) S. glutinosa 224 Tanshinlactone (472) S. milthiorrhiza 171, 271, 279 473 S. milthiorrhiza 171 474 S. milthiorrhiza 171 475 S. milthiorrhiza 171 Prioketolactone (476) S. prionitis 240 Danshenxinkun D (477) S. milthiorrhiza 171, 245, 280 S. prionitis 243 Cryptoacetalide (478) S. milthiorrhiza 281 6-Methylcryptoacetalide (479) S. aegyptiaca 25 7 Epicryptoacetalide (480) S. milthiorrhiza 281 6-Methylepicryptoacetalide (481) S. aegyptiaca 257 Danshenspiroketallactone (482) S. milthiorrhiza 171, 271 Epidanshenspiroketallactone (483) S. milthiorrhiza 271 Neoprzewaquinone A (484) S. przewalskii 282 Icetexone (485) S. anastomans 236 S. ballotaeflora 237, 283 S. candicans 231 S. pubescens 238 5-Epi-icetexone (486) S. gilliessi 235 19-Deoxy-icetexone (487) S. ballotaeflora 272 19(R) Acetoxy-19-deoxo-icetexone (488) S. pubescens 238 19-hydroxy-19-deoxo-icetexone (489) S. pubescens 284 19-Deoxyisoicetexone (490) S. ballotaeflora 272 Romulgarzone (491) S. ballotaeflora 283 Fruticuline A (492) S. fruticulosa 227, 285 Demethylfruticuline (493) S. fruticulosa 227 S. arizonica 286 Salvicanol (494) S. apiana 142 S. canariensis 137 S. columbariae 186 S. mellifera 182, 183 Demethylsalvicanol (495) S. aspera 173 S. mellifera 129, 182, 183 S. munzii 155 Icetexane coulterone (496) S. coulteri 165 Lanigerol (497) S. lanigera 287 Salviasperanol (498) S. aspera 173 5,6-Dihydro-6α-hydroxysalviasperanol (499) S. aspera 173 Anastomosine (500) S. anastomans 236 S. ballotaeflora 272 S. candicans 231 7,20-Dihydroanastomosine (501) S. ballotaeflora 272 Derivative anastomosine (502) S. candicans 231

87 Diterpènes Espèces Références Salviolone (503) S. milthiorrhiza 171, 239 Multipolone (504) S. milthiorrhiza 288 Tilifolidione (505) S. tiliaefolia 159 S. thymoides 289 3-Hydroxytilifolidione (506) S. thymoides 289 3-Oxotilifolidione (507) S. thymoides 289 Dérivé de 507 (508) S. thymoides 289 Fruticuline B (509) S. fruticulosa 285 Aegyptionone A (510) S. aegyptiaca 290 Aegyptionone B (511) S. aegyptiaca 290 Dichroanal A (512) S. dichroanta 170 Dichroanal B (513) S. dichroanta 170 Dichroanone (514) S. dichroanta 170 Salvimultine (515) S. multicaulis 291 Acide salvicanarique (516) S. canariensis 292 S. monbretii 132 S. munzii 155 Salviacanaraldehyde (517) S. munzii 155 S. sclarea 44 Acide 2α-hydroxysalvicannarique (518) S. texana 215 Safficinolide (519) S. officinalis 293 Acide paramiltioique (520) S. paramiltiorhiza 294 Microstegiol (521) S. candidissima 38, 110 S. hypargeaie 149 S. lanigera 151 S. microstegia 295 S. monbretii 132 S. napifolia 121 S. prionitis 130 S. sclarea 36, 44 S. staminea 54 S. viridis 163 Salvibretol (522) S. monbretii 132 1-Oxo-salvibretol (523) S. candidissima 38 S. monbretii 132 S. staminea 54 Candidissiol (524) S. candidissima 38, 52 S. ceratophylla 119 S. monbretii 132 S. sclarea 36, 44, 45 S. syriaca 158 Saprionide (525) S. prionitis 254 Sapriolactone (Salpriolactone) (526) S. prionitis 296 Saprireanine (527) S. prionitis 254 Salvilenone (528) S. milthiorrhiza 297 S. prionitis 157 S. moorcraftiana 298 3-hydroxysalvilenone (529) S. prionitis 157 Prionitin (530) S. prionitis 299 Salvinolactone (531) S. prionitis 207 Mattenoquinone (532) S. melissodora 6 Sempervirol (533) S. multicaulis 41 6,7-Dihydrosempervirol (534) S. apiana 143 S. munzii 155 S. officinalis 293 Verbanicine (535) S. verbenaca 50

CHAPITRE II

EXTRACTION, SEPARATION ET IDENTIFICATION DES DITERPENES D'ESPECES DU GENRE SALVIA

I-INTRODUCTION

Le genre Salvia comprend près de 900 espèces1. Le mot Salvia provient de l'italien "salvare" qui veut dire sauver. La Salvia a toujours été considérée comme une plante magique qui sauve des vies humaines. Depuis très longtemps, les racines de l'espèce chinoise S. miltiorriza sont utilisées pour traiter des maladies cardio-vascualires, hépatiques et rénales2. Les diterpénoides sont les principaux métabolites secondaires responsables des diverses activités des espèces Salvia. L'activité anti-tuberculeuse a été établie pour les espèces Salvia blepharochlyna3, S. multicaulis, également connue pour son activité antifongique4 et S. prionitis qui possède également des propriétés antiphlogistique et antibactérienne5,6. L'espèce espagnole S. canariensis7 a manifesté une activité antibiotique tandis que l'activité antimicrobienne a été mise en évidence pour les espèces. S. albocaerula8, S. forskhalei9, S. lanigera10 et S. officinalis11. Des études plus récentes ont montré l'activité antivirale12 et antioxidante13 de cette dernière. L'activité antibactérienne a été établie pour les espèces S. bracteata14, S. caespitosae15, S. hypargeai16, S. leriafolia17, S. palaestina18, S. viridis19 et S. syriaca20, aussi connue pour ses propriétés cardioactive21. S. glutinosa et S. microstegia possèdent des activités anti-tumorales22 alors que des propriétés cardio-actives ont été établies pour les espèces turques S. amplexicaulis23, S. eriophora24, S. staminea25 et chinoise S. milthiorrhiza26,30 ou “Danshen”qui est l'espèce Salvia la plus étudiée durant les 50 dernières années, connue dans le traitement d'angines pectorales, des infarctus du myocarde, d'anomalies hématologiques et pour son effet cytotoxique contre les cellules tumorales. L'autre espèce chinoise S. przewalskii31 est utilisée dans le nord ouest de la Chine (Tibet) comme substitut de S milthiorrhiza. S. aegyptiaca32, S. cinnabarina33, S. parryi34 et S. polystachya35 sont utilisées dans le traitement des désordres stomachiques. L'activité anti-leishmaniale a été récemment établie pour l'espèce turque S. cilicica36. En méditerranée, la Salvia est utilisée pour ses propriétés antispamodique, antibactérienne, antifongique, diurétique, régulatrice des désordres du cycle menstruel, anti-hémorragique (utérus) et anti-ulcéreuse37. L'Algérie compte 23 espèces du genre Salvia38 dont Salvia jaminiana et Salvia barrilieri, objets de notre étude.

104 II- ETUDE PHYTOCHIMIQUE DES RACINES DE SALVIA JAMINIANA DE NOE ET DE SALVIA BARRELIERI (ETTLING) II-1- Place dans la systématique Royaume : Plantes Sous royaume : Tracheobiontes Embranchement : Spermatophytes Division : Magnoliophytes Classe : Magnoliopsides Sous classe : Asteridae Ordre : Lamiales Famille : Lamiaceae Genre : Salvia Espèce : Salvia jaminiana : Salvia barrilieri Sous-espèce : Salvia barrilieri bicolor

II-2- Description botanique du genre Salvia38 Ce sont des arbustes ou des plantes herbacées. Le calice est bilabié, variable, à lèvre supérieure tridentée, l'inférieure bidentée. La corolle est bilabiée. Elle comporte 2 étamines, à filet court surmonté d'un long connectif à 2 branches inégales, l'une portant une loge de l'anthère et l'autre, le plus court, une écaille, ou bien terminé en pointe. II-3-1 Description de l'espèce Salvia jaminiana38 Le calice a 5 dents linéaires, long de 1 cm, profondément fendu en 2 lèvres, hispides. C'est une plante glabrescente, sauf dans l'inflorescence, les feuilles sont pinnatifides, les fleurs sont longues de 12 à 15 cm. On la trouve dans les rocailles et les pâturages désertiques.

Salvia jaminiana

105 II-3-2 Description de l'espèce Salvia barrelieri bicolor38 Plante vivace, velue, à tiges quadrangulaires et généralement pourprées, atteignant plus d'un mètre de haut. Feuilles opposées pétiolées, grandes de contour triangulaire, à base plus ou moins cordée, à bords sinueux dentés. Inflorescence terminale, dense et longue, comportant de faux verticilles pourvus de petites bractées. Fleurs grandes. Calice bilabié, souvent pourpré et à côtes plus foncées, à dent épineuses. Corolle tubuleuse à lèvre supérieure dressée, recourbée en casque et de couleur mauve, la lèvre inférieure trilobée, ayant les lobes latéraux mauves et le médian, plus grand, blanc. 2 étamines à 2 branches, la plus longue portant une anthère. Style bifide. Fruits se composant de 4 akènes. Elle est assez commune dans le Tell et rare ailleurs.

Salvia barrelieri

II-4-Matériel végétal

II-4-1 Salvia jaminiana La plante Salvia jaminiana a été récoltée à la fin du mois de mars 2002 près de Batna, elle a été identifiée par Le Professeur G. De Belair (Université d'Annaba). Un échantillon a été déposé dans le laboratoire d'obtention des substances thérapeutiques (LOST ZKAKSJ 03/02).

106

II-4-2 Salvia barrelieri La plante Salvia barrelieri communément appelée Salema a été cueillie en juin 2004 à Amoucha (Nord de Sétif). Elle a été identifiée par Le Professeur G. De Belair (Université d'Annaba). Un échantillon a été déposé dans le laboratoire d'obtention des substances thérapeutiques (LOST ZKAKSb06/04).

II-5-1 Extraction et séparations chromatographiques des racines de Salvia jaminiana

Les racines de Salvia jaminiana (450 g) ont été séchées à l'ombre pendant quelques jours puis broyées jusqu'à obtention d'une poudre, extraite au Soxhlet. L'extraction solide-liquide a été effectuée par l'acétone durant trois semaines. La solution rouge marron obtenue est évaporée à sec, sous vide, conduisant à un résidu solide visqueux de masse 5,3 grammes.

Le résidu est dissout dans le dichlorométhane et additionné à 5 grammes de gel de silice puis évaporé à sec afin d'obtenir un solide sous forme de poudre. Le mélange est déposé sur une colonne de gel de silice ( Silice Merck Si gel 60 ) de granulométrie (35-70 μm), éluée avec le cyclohexane et un gradient croissant d'acétate d'éthyle jusqu'à 100% , puis on ajoute un gradient croissant de méthanol.

On a récolté 268 fractions de 100 ml chacune. La séparation par chromatographie sur colonne a été suivie par un contrôle des fractions sur des plaques CCM analytiques de gel de silice (Silice 60 GF) en utilisant divers systèmes d'élution. L'examen des plaques est réalisé sous lumière UV à 254 nm et 366 nm et après révélation par un mélange de vaniline et d'acide sulfurique dans l'éthanol ou d'anisaldehyde additionné à l'acide sulfurique.

Les fractions similaires ont été regroupées, évaporées et pesées. Le tableau 1 résume la séparation par chromatographie sur colonne.

107 Tableau 1 : Séparation par chromatographie sur colonne du résidu de S. jaminiana Fractions Masses (mg) Eluant Observations 1- 8 46.3 Cyclohexane pur Graisses et cires 9 -15 6 16 - 37 12 1 % A.E* 38 - 68 480 3 % A.E 69 - 72 46.4 4 % A.E 73 - 86 90 8 % A.E 87 – 103 192.4 104 – 113 338 15 % A.E 114 - 119 20 130 - 162 360 25 % A.E 163 - 171 12 50 % A.E 172 - 220 29 100 % A.E 221 – 229 227,3 230 – 239 2.2 5 % MeOH 240 – 245 170.8 246 – 248 20 10 % MeOH 249 – 261 45 50 % MeOH 262 - 268 32 100 % MeOH * A.E : acétate d'éthyle

Toutes les fractions obtenues sont des mélanges plus ou moins complexes et de faible masse. Pour ces raisons, nous avons étudié seulement trois fractions, les fractions 38-68, 104-113 et la fraction 130-162.

La fraction 38 – 68 de masse 480 mg est rechromatographiée dans une colonne de 1.8 cm de diamètre et contenant du gel de silice, plus fin, de granulométrie 20-45 μm. Le même système d'élution que précédemment est utilisé. Les fractions récoltées sont représentées dans le tableau 2.

108 Tableau 2 : Séparation par chromatographie sur colonne de la fraction 38-68 Fractions Systèmes d'élution Observations 1-14 Cyclohexane pur 15 – 20 1 % A.E Un produit majoritaire et son isomère 21- 30 Mélange complexe 31- 37 3 % A.E Mélange peu complexe 38- 41 42 – 48 5 % A.E Mélange 49 - 52 54 – 55 8 % A.E Mélange 56 - 61 62 -76 12 % A.E Mélange 77 - 83 84 – 101 20 % A.E

La sous fraction 15-20 a permis d'isoler 2 produits isomères 1 et 2 dont l'un est majoritaire.

La sous fraction 31-37 est chromatographiée sur des plaques préparatives de gel de silice en utilisant un système d'élution comportant 20% de dichlorométhane et 80 % d'hexane, elle a permis d'isoler le produit 3 sous forme de cristaux blancs.

De la fraction 104-113, un précipité blanc a été obtenu par filtration et analysé par GC/MS permettant de mettre en évidence un produit largement majoritaire 4, et deux autres produits minoritaires 5 et 6.

La fraction 130-162 dont la masse est égale à 360 mg est chromatographiée sur colonne de silice 20-45 μm, éluée par le cyclohexane puis un gradient d'acétate d'éthyle de 5 à 100%. On a récolté 26 fractions de 100 ml représentées dans le tableau 3.

109

Tableau 3 : Séparation par chromatographie sur colonne de la fraction 130-162 Fractions Masses (mg) Remarques 1-2 60 chlorophylle 3-4 20 mélange complexe 5-10 90 Mélange traité 11-14 30 Mélange complexe 15-21 90 Mélange complexe 22-26 8 Mélange complexe

La sous-fraction 15-21 de masse 90 mg est chromatographiée sur colonne de gel de silice 35-70 μm par le dichlorométhane puis un gradient de cyclohexane de 0.5 à 10 %. Des 7 fractions récoltées, nous avons réussi à isoler un seul produit pur (7) de la fraction 12-23 (tableau 4).

Tableau 4 : Séparation par chromatographie sur colonne de la sous-fraction 15-21 Fractions Observations 1-2 Des traces de 2 produits 3-6 Quantité très faible 7-9 Quantité très faible 10-11 Mélange 12-23 Un produit pur (7) 24-25 Mélange 26-37 Mélange

II-5-2 Extraction et séparations chromatographiques des racines de Salvia barrilieri

Les racines de Salvia barrilieri ont été découpées de la partie aérienne de la plante et séchées à l'air libre. Après quelques jours à l'ombre, les racines ont été broyées jusqu' à l'obtention d'une poudre de masse 750 grammes dont l'odeur est très caractéristique. Le broyat a été placé dans un soxhlet puis extrait par l'acétone

110 pendant 4 semaines. La solution rouge foncée a été évaporée à sec et sous vide permettant d'obtenir un résidu visqueux de masse égale à 12 grammes.

L'extrait brut, visqueux a été dissous dans le dichlorométhane et mélangé avec 12 grammes de gel de silice puis évaporé à sec conduisant à une poudre solide qu'on a déposé sur une colonne de gel de silice tassée par le cyclohexane. Le mélange a été élué par le cyclohexane et un gradient d'acétate d'éthyle jusqu' à atteindre 100 % d'acétate d'éthyle. A la fin l'élution est poursuivie par un gradient de méthanol jusqu'à épuisement de l'extrait brut. Les fractions récoltées de la colonne ont été contrôlées sur des plaques CCM de gel de silice (Silice 60GF) en utilisant divers systèmes d'élution. L'examen des plaques sous lampes UV à 254 nm et après révélation dans la vaniline sulfurique a permis de regrouper les fractions similaires selon le tableau 5.

Tableau 5 : Séparation par chromatographie sur colonne du résidu de S. barrelieri fractions Masse ( mg ) Eluant (Cyclohexane/ Acétate d'éthyle) 1-12 20 0 à 7.5 % A.E 13-16 50 10 à 17.5 % A.E 17-20 7600 20 à 27.5 % A.E 21-24 600 30 à 37.5 % A.E 25-29 450 40 à 50 % A.E 30-32 150 52.5 à 60 % A.E 33-34 220 100 % A.E 35-36 140 1 à 2 % MeOH 37-42 720 3 à 10 % MeOH 43-50 900 15 à 100 % MeOH

Nous nous sommes particulièrement intéressés à la fraction 17-20 à cause de sa masse et de son abondance en produits. Elle a été transformée en poudre dans les mêmes conditions de l'extrait brut, puis rechromatographiée sur une colonne de gel de silice de 4 cm de diamètre. L'eluant utilisé est le cyclohexane additionné d'un gradient d'acétate d'éthyle selon le tableau 6.

111 Tableau 6 : Séparation par chromatographie sur colonne de la fraction 17-20 Fractions Eluant (Cyclohexane/ Acétate d'éthyle) 1-9 0 à 3 % A.E 10-40 3 à 4 % A.E 41-47 4 à 5% A.E 48-71 5 à 6 % A.E 72-92 6 à 7 % A.E 93-130 7 à 9 % A.E

Les sous fractions 41-47 et 48-71 ont été chromatographiées sur des plaques preparatives de gel de silice avec le système toluène + ether diethylique (95 / 5) ont permis de separer le produit 8 (code 335).

La sous fraction 10-40 dont la masse est 3 grammes a été rechromatgraphiée sur une colonne de gel de silice en utilisant comme eluant le cyclohexane et un gradient de dichlorométhane. Les fractions issues de la colonne sont présentées dans le tableau 7.

Tableau 7 : Séparation par chromatographie sur colonne de la sous-fraction 10-40

fractions Eluant (Cyclohexane/ CH2Cl2) 1 100/0 2-9 80/20 10-12 70/30 13-21 60/40 22-24 40/60 25-27 0/100

La sous fraction 13-21, chromatographiée plaques CCM avec le système dichlorométhane et cyclohexane (50/50) a permis d'obtenir le produit 9 (code 597). La sous fractions 2-9 issue de la fraction 10-40 est rechromatographiée dans les mêmes conditions que cette dernière permettant d'obtenir les fractions présentées dans le tableau 8.

112 Tableau 8 : Séparation par chromatographie sur colonne de la sous-fraction 2-9

fractions Eluant (Cyclohexane/ CH2Cl2) 1 100/0 2-5 90/10 6 80/20 7-9 70/30 10-15 60/40 16-27 50/50 28-30 40/60 31-40 30/70 41-44 20/80 45-49 10/90 50-52 100 53-56 100 57 100 58-60 100

Les fractions 7-9 et 16-27 ont été chromatographiées sur des plaques CCM de gel de silice avec le système cyclohexane + ether diethylique ( 96/4) ont permis d'isoler respectivement le produit 10 (code 534), le produit 11 (code 533), le produit 12 (code 569), produit 13 (code 500).

Le diagramme suivant résume les séparation chromatographiques effectuées.

113

III- IDENTIFICATION DES PRODUITS III-1 Salvia jaminiana III-1.1-Identification du produit 1

Le spectre de masse à haute résolution ( spectre n° 1) obtenu par ionisation + chimique montre 2 pics quasi-moléculaire l'un majoritaire à m/z = 332 [MNH4] et + l'autre minoritaire à m/z = 334 [MNH4] correspondant aux formules brutes respectives C20H26O3 et C20H28O3. Le spectre IR ( spectre n° 2) montre une bande large à 1638 cm-1 et une autre à 1699 cm-1 dues à des groupements ortho ou paraquinone et une bande large à 3435 cm-1 indiquant la présence d'un groupement hydroxyle.

Le spectre UV ( spectre n° 3) montre des absorptions à des longueurs d'onde très élevées dans le méthanol (tableau 9).

Tableau 9: Données UV du produit 1 dans le méthanol

λ max (nm) 261 330 461 intensité 2.83 2.54 0.25

Ces valeurs confirment la présence d'un système paraquinone au lieu d'un groupement aromatique car l'absorption dans ce dernier cas n'excède pas une valeur de λ max = 290 nm.

Le spectre RMN 1H ( spectre n° 4) montre 3 pics correspondant à des méthyles qui apparaissent sous forme de singulets avec des déplacements chimiques 0.99 ppm (H-18), 1.05 ppm (H-19), 1.25 ppm (H-20). Il apparaît également 2 pics sous forme de doublet attribués à des méthyles d'un groupement isopropyle à 1.22 ppm et 1.23 ppm, Le signal du proton méthine de l'isopropyle apparaît sous forme d'un septuplet à 3.18 ppm et avec une constante de couplage J = 7.0 Hz. Tous ces signaux sont communs pour les groupements méthyle d'un squelette abiétane. Le cycle C de l'abietane est souvent aromatique (structure A) ou para-quinone (structure B).

115 OH O

(structure A) (structure B)

Les autres signaux apparaissent dans le champ déblindé sous forme de 2 doublets de doublet respectivement à 6.48 ppm ( J = 3.0 et 12.0 Hz, H-6) et 6.82 ppm ( J = 3.0 et 12.0 Hz, H-7), ils forment une partie AB d'un système ABX indiquant la présence d'une double liaison dans la molécule. La partie X étant un triplet qui apparaît à 2.13 ppm (JAX + JBX = 6.0 Hz, H-5). Il y a 3 positions possibles pour la double liaison en C-1, C-2 ou C-6. Lorsque il n' y a pas de conjugaison de la double liaison avec la paraquinone comme dans le royleanone39, les bandes d'absorption n'excèdent pas une longueur d'onde de 402 nm. De plus, si la double liaison était en C-1 ou en C-2, le triplet de la partie X devrait correspondre à 2 protons ce qui n'est pas le cas. Ce qui suggère la présence de la double liaison en C6 (structure 1) correspondant au produit 1.

OH O

(structure 1) : 6,7-Déhydroroyléanone

La structure du produit 1 est confirmée par le spectre RMN 13C qui est similaire à celui du 6,7-dehydroroyleanone40. Les données spectroscopiques de la RMN 1H et la RMN 13C sont résumées dans les tableaux 10 et 11.

116

1 Tableau 10: RMN H ( 300 MHz, CDCl3) du produit 1

H d ppm (multiplicité) J (Hz) 1β 2.90 (m) 5 2.13 (t) JAX + JBX = 6.0 6 6.48 (dd) 3.0; 12.0 7 6.82 (dd) 3.0; 12.0 12 7.34 (s) 15 3.18 sept 7.0 16 1.22 (d) 7.0 17 1.23 (d) 7.0 18 0.99 (s) 19 1.05 (s) 20 1.25 (s)

13 Tableau 11: RMN C ( 75.5 MHz, CDCl3) du produit 1 et de celui de la littérature

Produit 1 6,7- déhydroroyléanone40 Carbone δ (ppm) δ (ppm) C-1 35.2 35.3 (t) C-2 18.7 18.7 (t) C-3 41.6 41.4 (t) C-4 40.6 40.7 (s) C-5 52.2 52.3 (d) C-6 139.6 139.8 (d) C-7 121.1 --- C-8 et C-9 140.6 et 138.5 140.8 (s),138.7 (s) C-10 33.8 33.5 (s) C-11 et C-14 185 et 183.5 186.2 (s), 183.7 (s) C-12 151.2 151.4 (s) C-13 122.6 122.8 (s) C-15 22.8 22.3 (d) C-16 et C-17 20.0 et 19.8 19.9 (q) et 20.1(q) C-18 ou C-20 24.1 24.2 (q) C-19 33.3 33.4 (q) C-20 ou C-18 15.2 15.3 (q)

117

Spectre n°1 : SM du produit 1

118

Spectre n°2 : IR du produit 1

119

Spectre n°3 : UV du produit 1

120

Spectre n° 4 : RMN 1H du produit 1

121

Spectre n° 5: RMN 1H étalé du produit 1

122

Spectre n° 6 : RMN 13C du produit 1

123 III-1.2-Identification du produit 2

Le spectre IR du produit minoritaire 2 (spectre n° 7) comporte des bandes absorbants à 3475 cm-1 et 3362 cm-1 indiquant la présence de groupement hydroxyle, les bandes à 2962 cm-1, 1552 et 1506 cm-1 indiquant la présence de cycle aromatique et une bande à 1625 cm-1 caractéristique d'une double liaison conjuguée.

Le spectre UV (spectre n° 8) enregistré dans le méthanol présente 2 bandes à 261.5 nm (3.32) et à 333.8 (2.06), confortant l'hypothèse de la présence d'une double liaison conjuguée au cycle aromatique. Le spectre RMN 1H du produit 2 est identique à celui du produit 1. Il en découle que le produit 2 résulte d'une isomérisation de la paraquinone de 1 en dérivé para-hydroxylé correspondant (structure 2). OH HO

(structure 2)

Il s'agit du 11,12,14-trihydroxyabieta-6,8,11,13-tetraène (cryptanol) dont le pic quasi- moléculaire apparaît à m/z = 334 comme nous nous l'avons déjà signalé.

124

Spectre n°7 : IR du produit 2

125

Spectre n° 8: UV du produit 2

126 III-1.3-Identification du produit 3

Le spectre RMN 13C (spectre n° 16) montre que le composé possède 20 atomes de carbone ce qui est confirmé par le spectre de masse HREIMS (spectre n°9) dans lequel le pic moléculaire apparaît à m/z = 298, correspondant à une formule moléculaire C20H26O2. Le spectre IR (spectre n° 10) montre des bandes d'absorption à 3425 cm-1 et 1651 cm-1, indiquant respectivement la présence des groupements hydroxyle et carbonyle. Les bandes à 2964 cm-1, 1595cm-1 et 1562 cm-1 indiquent la présence d'un groupement aromatique. Le spectre RMN 1H (spectre n° 11) indique la présence : - d'un groupement isopropyle à 1.17 ppm (d, J = 7.0 Hz, 3H); 1.22 ppm (d, J = 7.0 Hz, 3H); 3.02 ppm (d de sept, J = 6.7 Hz, 1.5 Hz, 1H), - Deux méthyles géminés à 0.79 ppm (s, 3H); 0.81ppm (s, 3H) - un méthyle aromatique à 2.32 ppm (s, 3H) - un groupement hydroxyle échangeable à 4.5 ppm (s, 1H) - 3 protons aromatiques à 6.9 ppm (d, J = 7.5 Hz, 1H); 6.97 ppm (d, J = 2.0 Hz, 1H ); 7.06 ppm ( d , J = 7.7 Hz, 1H,). Ces signaux suggèrent la présence d'un squelette abiétane41, 42. Cependant, l'apparition de l'un des méthyles à un déplacement chimique très déblindé (δ = 2.32 ppm) laisse prévoir un réarrangement du squelette de l'abiétane. L'attribution des signaux ne peut se faire sans le concours des spectres de corrélation homonucléaire Cosy 1H-1H, et de corrélation hétéronucléaire Cosy 1H-13C, Noesy et les expériences INEPT. A partir de la comparaison, du spectre de masse de notre composé avec ceux de la banque des données Wiley , nous avons pu identifier un produit dont le pic moléculaire et les fragmentations sont similaires au notre; il s'agit du microstegiol (structure 3).

18 19 17 Me O Me OH 3 15 4 2 12 11 13 16 1 10 14 9 8 5 20 Me 7 6 Structure 3

127 Les données des spectres RMN 1H et RMN 13C du microstegiol (isolé de Salvia microstégia)43 enregistré dans le chloroforme à 360.1 MHz sont similaires aux données du produit 3 enregistré dans le même solvant à 300MHz ( tableaux 13 et 14) 1 Tableau 13: RMN H du microstegiol ( 360.1 MHz, CDCl3) et du produit 3

(300MHz, CDCl3)

le microstegiol 42 Produit 3 H δ ppm (multiplicité) J (Hz) δ ppm (multiplicité) J (Hz) 1β 3.58 ddd 13.1, 13.1, 2.2 3.61 ddd 14.4,12.0, 1.9 1α 2.76 ddd 14.1, 6.3, 2.2 2.79 ddd 14.4, 7.2, 3 2α 1.78 m 1.81 m 2β 1.40 m 1.43 m 3α 2.34 m 2.37 m 3β 1.25 m 1.28 m 6 7.04 d 7.7 7.06 d 7.7 7 6.87 d 7.6 6.90 d 7.5 11-OH 4.50 s 4.51 s 14 6.94 d 1.0 6.97 d 1.5 15 2.99 sept de d 6.9, 1.0 3.02 sept de d 6.7, 1.5 16/17 1.14 d 6.9 1.22 d 7 17/16 1.18 d 7.0 1.17 d 7 18 0.76 s 0.79 s 19 0.77 s 0.81 s 20 2.30 s 2.37 s

128 13 Tableau 14: RMN C ( 75.5 MHz, CDCl3) du microstegiol et du produit 3

δ (ppm) (muliplicité) C Produit 3 Microstegiol 1 26.9 26.86 (t) 2 23.5 23.53 (t) 3 42.9 42.94 (t) 4 39.1 39.06 (s) 5 137.4 137.38 (s) 6 130.1 130.12 (d) 7 126.7 126.68 (d) 8 129.1 129.08 (s) 9 139.4 139.40 (s) 10 143.3 143.29 (s) 11 84.4 84.4 (s) 12 181.4 206.13 (s) 13 141.0 141.00 (s) 14 141.0 140.95 (d) 15 27.1 27.08 (d) 16 21.1 21.14 (q) 17 22.1 22.72 (q) 18 21.7 22.10 (q) 19 28.0 28.00 (q ) 20 21.4 21.38 (q)

129

Spectre n° 9 : SM du produit 3

130

Spectre n° 10 : IR du produit 3

131

Spectre n° 11 : RMN 1H du produit 3

132

Spectre n° 12 : RMN 1H étalé du produit 3

133

Spectre n° 13 : RMN 1H étalé du produit 3

134

Spectre n° 14 : RMN 1H (étalé) du produit 3

135

Spectre n° 15 : RMN 1H (étalé) du produit 3

136

Spectre n° 16 : RMN 13C du produit 3

137

Spectre n° 17 : RMN 13C (étalé) du produit 3

138

Spectre n° 18 : RMN 13C (étalé) du produit 3

139 III-1.4-Identification des produits 4, 5, 6

Le composé majoritaire 4 a été identifié par GC/MS comme étant le β- sitostérol (structure 4). Son spectre de masse présente un pic moléculaire ( m/z : 414) indiquant une formule moléculaire C29H50O. Sa structure a été confirmée par comparaison des spectres RMN 1H et RMN 13C avec ceux de la littérature44 . Le spectre RMN 1H (spectre n°19) du composé 4 présente les signaux suivants: (tableau 14) 1 Tableau 14 : RMN H du produit 4 (300 MHz, CDCl3) H d ppm (multiplicité) J (Hz) 3 3.53 (m) 6 5.36 (d) 4.8 18 1.013 (s) 19 0.68 (s) 21 0.93 (d) 6.0 26 0.84 (d) 6.0 27 0.82 (d) 6.0 29 0.85 (t) 6.0

Les données du spectre RMN 13C du composé 4 sont dressées dans le tableau 15.

13 Tableau 15 RMN C ( 75.5 MHz, CDCl3) du produit 4 δ (ppm) C Produit 4 β-sitostérol 1 37.3 37.3 2 31.7 31.6 3 71.8 71.7 4 42.3 42.3 5 140.8 140.8 6 121.7 121.6 7 31.9 31.9 8 31.9 31.9 9 50.1 50.2 10 36.5 36.5 11 21.1 21.1 12 39.8 39.8 13 42.3 42.3 14 56.8 56.8 15 24.3 24.3 16 28.2 28.3 17 56.1 56.1 18 11.8 11.9

140 19 19.4 19.4 20 36.1 36.2 21 18.8 18.8 22 34.0 33.9 23 26.1 26.1 24 45.9 45.9 25 29.2 29.2 26 19.8 19.8 27 19.0 19.1 28 23.1 23.1 29 12.3 12.3

29 28 21 22 26 20 25 18 24 23 12 H 11 16 19 13 17 27 1 9 14 2 10 15 H 8 H 3 HO 5 7 4 6 Structure 4 : b- Sitostérol

D'après l’analyse GC/MS les produits minoritaires 5 et 6 sont le campestérol et le stigmastérol (structures 5 et 6 ).

H H HO Structure 5 : Campestérol

H H HO Structure 6 : Stigmastérol

141

Spectre n° 19 : RMN1H du produit 4

142

Spectre n° 20 : RMN 13C du produit 4

143

Spectre n° 21 : GC/MS du produit 4

144

Spectre n° 22 : GC/MS du produit 5

145

Spectre n° 23 : GC/MS du produit 6

146 III-1.5-Identification du produit 7

Le spectre de masse HREIMS du produit 7 (spectre n° 24) présente un pic moléculaire à m/z = 330 correspondant à une formule moléculaire C20H26O4. Le nombre d'atomes de carbone est confirmé par la présence de 20 pics dans le spectre RMN 13C. Ce composé possède donc 8 insaturations.

Le spectre UV (spectre n° 25) enregistré dans le méthanol montre la présence de bandes à 341.6 nm (2.65); 287.4 nm (2.71) et à 250.2 nm (3.22); confirmant ainsi la présence d'un groupement aromatique conjugué (sachant que les groupements aromatiques isolés absorbent à des longueurs d'onde < 290 nm). L'enregistrement du spectre UV après ajout de AlCl3 et dans AlCl3+HCl montre un déplacement bathochromique des bandes par rapport à celui enregistré dans le méthanol pur ( tableau 16). On observe le même déplacement bathochromique des bandes par rapport à celui enregistré dans le méthanol, lorsqu'on enregistre le spectre UV dans l'acétate de sodium et dans l'acétate de sodium + l'acide borique, ceci indique la présence d'un groupement carbonyle et d'un groupement hydroxyle vicinaux ou conjugués45. Tableau 16 Données du spectre UV du composé 7

Solvant + Réactif + 7 λmax (nm) des bandes d'absorption MeOH 250.20 (3.22), 287.4 (2.71), 341.2 (2.65)

MeOH + Quelques gouttes de AlCl3 262.4(2.89), 277.6 (1.87), 316.8 (2.59), 408.0 (2.37)

MeOH + AlCl3 + HCl 261.0 (2.86), 278.8 (1.88), 315.6 (2.6), 407.6 (2.65) MeOH + NaOAc 270.9 (3.86), 287.8 (3.38), 342.4 (2.5), 401.3 (2.17)

MeOH + NaOAc + H3BO3 258.1 (4.95), 295.1 (3.08), 379.2 (2.65) MeOH + NaOH 266.7 (4.77), 295.1 (2.65), 403.4 (4.77)

Son spectre IR (spectre n° 26) montre un groupement phénolique absorbant à 3522, 3383, 3240 et 2872 cm-1 et une conjugaison entre une cétone et un groupement aromatique représentée par les bandes d'absorption à 2962, 1635, 1583, 1554 cm-1.

147

Le spectre RMN 1H (spectre n° 27) indique une structure abiétane à partir des signaux suivants : δ = 3.06 ppm (1H, sept, J = 7Hz, H-15) δ = 1.30 ppm et 1.32 ppm (chacun 3H, d, J = 7Hz, H-16 et H-17) δ = 1.68 ppm ( 3H, s, H-20) δ = 1.46 ppm et 1.47 ppm (chacun 3H, s, H-18 et H-19).

Les trois singulets un peu déblindés indiquent la présence d'une double liaison en C-5 et un groupement hydroxyle en C-6, comme il a été observé dans des produits similaires46.

L'unique proton qui apparaît à un champ déblindé à δ = 7.73 ppm (1H, s, H-14) suggère la présence d'un carbonyle en C-7. Le doublet de doublet dédoublé d'un proton apparaissant à 2.96 ppm ( J = 14.3, 6.5, 2.5 Hz; H-1β) indique la présence d'un hydroxyle en C-1147. Ce qui nous a conduit à la structure du produit 7 (structure 7) correspondant au 6,11,12-trihydroxy-7-oxo-abieta-5,8,11,13-tetraène ou 6-hydroxysalvinolone.

OH HO

O OH Structure 7 : 6-Hydroxysalvinolone

Le spectre RMN 13C (spectre n° 30) du produit 7 est similaire à celui trouvé dans la littérature47, correspondant à la 6-hydroxy-salvinolone. Les valeurs des déplacements chimiques sont résumées dans le tableau 17.

148

Tableau 17 : RMN 13C du 6-hydroxysalvinolone ( 20.15 MHz, Pyridine) et du produit 7 ( 75.5 MHz, CDCl3)

δ : ppm (multiplicité) Carbone 6-hydroxysalvinolone Produit 7 1 30.4 ( t) 30.5 2 18.2 (t) 17.9 3 37.0 (t) 36.5 4 36.6 (s) 36.5 5 143.8 (s) 143.1 6 143.9 (s) 143.0 7 180.5 (s) 179.9 8 121.3 (s) 121.1 9 142.3 (s) 138.2 10 41.3 (s) 40.7 11 139.9 (s) 140.8 12 149.7 (s) 145.3 13 135.4 (s) 132.8 14 116.4 (d) 116.6 15 27.6 (d) 27.5 16 22.8 (q) 22.5 17 23.0 (q) 22.4 18 28.10 (q) 27.2 19 27.6 (q) 28.0 20 28.4 (q) 28.0

149

Spectre n° 24 : SM du produit 7

150

MeOH + AlCl3 + HCl

MeOH NaOAc H3B03

Spec tres n° 25 : UV du produit 7 dans le méthanol seul et additioné à d'autres réactifs

151

Spectre n° 26 : IR du produit 7

152

Spectre n° 27 : RMN 1H du produit 7

153

Spectre n° 28 : RMN 1H étalé du produit 7

154

Spectre n° 29 : RMN 1H étalé du produit 7

155

Spectre n° 30 RMN 13C du produit 7

156 III-2 Salvia barrelieri III-2.1-Identification du produit 8 (code 335)

Le spectre de masse SMIE (spectre n° 31) montre un pic moléculaire à m/z =

374 correspondant à la formule brute C22H30O5 soit une molécule à 8 insaturations. Le spectre IR du produit 8 (spectre n° 32) suggère la présence d'une entité 2- hydroxy-1,4-benzoquinone (3391, 1659, 1634 cm-1) et d'un carbonyle de l'ester (1717 cm-1)48 , propre au squelette abiétane. Le spectre RMN 13C (spectre n° 39) exhibe la présence de 22 signaux dont 7 sont déblindés correspondants au fragment hydroxy-benzoquinone et au carbonyle de l'ester mis en évidence grâce au spectre IR. Le spectre RMN 1H (spectre n° 33) montre la présence d'un groupement isopropyle lié au noyau quinone ( δ = 3.15 ppm, 1H, septuplet, J = 7.1 Hz, H-15; δ = 1.18 ppm , 3H, d, J = 7.1 Hz, H-16; δ = 1.22 ppm, 3H, d, J = 7.1 Hz, H-17) ; ce qui est en accord avec un squelette abiétane. Trois singulets correspondants à 3 méthyles à 0.87, 0.88 et 1.23 ppm sont attribués respectivement aux Me-18, Me-19 et Me-20. L’apparition d’un doublet de doublet avec des constantes de couplage de 1.5 et 3.8 Hz, indique une configuration β pour le proton H-7, il est déplacé à 5.93 ppm à cause de sa proximité du groupement acétoxy dont la présence est révélée par les spectres IR et RMN 13C . Le méthyle du groupement acétoxy apparaît sous forme de singulet à 2.03 ppm. Ces attributions nous conduise à identifier le produit 8 au 7-α- acétoxyroyleanone. Le spectre RMN 13C est en accord total avec la (structure 8) proposée et les attributions ont été faites par comparaison avec les données de structure similaires48,40. OH O

OAc

Structure 8 On note que ce produit qui est le 7α-acétoxyroyléanone ou le 7α- acétylehorminone est très abondant dans le genre Salvia. Les données spectroscopiques de la RMN 1H et la RMN 13C sont résumées dans les tableaux 18 et 19.

157

1 Tableau 18: RMN H ( 250 MHz, CDCl3) du produit 8

Produit 8 H d ppm (multiplicité) J (Hz) 1β 2.73 (dt) 12.6, 3.2 7 5.93 (dd) 1.5 et 3.8 12 7.34 (s) 15 3.15 sept 7.1 16 1.18 (d) 7.1 17 1.22 (d) 7.1 18 0.87 (s) 19 0.88 (s) 20 1.23 (s) COCH3 2.03 (s)

13 Tableau 19 : RMN C ( 62.9 MHz, CDCl3) du produit 8 Carbone Produit 8 1 35.7 2 18.4 3 39.0 4 32.9 5 46.1 6 24.0 7 64.5 8 149.9 9 139.3 10 40.6 11 183.7 12 150.8 13 124.6 14 185.4 15 24.5 16 18.5 17 18.7 18 33.0 19 19.9 20 21.6 OCOMe 169.5 OCOMe 19.7

158 zkak335 #82 RT: 1.69 AV: 1 NL: 2.56E6 T: + c Full ms [ 50.00-650.00] 55 100

90 314

80 332 69

70 149

60 245 83 299 50 231 40 R e l a t i v A b un d n ce 91 109 229 30 115 167 119 271 187 217 258 20 145 173 333 281 10

334 374 0 50 100 150 200 250 300 350 400 m/z

Spectre n°31 : MS du produit 8

159

Spectre n° 32 : IR du produit 8

160

Spectre n° 33 : RMN 1H du produit 8

161

Spectre n° 34 : RMN 1H étalé du produit 8

162

Spectre n° 35 : RMN 1H étalé du produit 8

Spectre n° 36 : RMN 1H étalé du produit 8

163

Spectre n° 37 : RMN 1H étalé du produit 8

164

Spectre n° 38 : RMN 1H étalé du produit 8

165

Spectre n° 39 : RMN 13C du produit 8

166 III-2.2-Identification du produit 9 (code 597)

Le spectre de masse SMIE du produit 9 (spectre n° 40) montre un pic moléculaire à m/z = 388 correspondant à la formule brute C23H32O5. L’observation des pics correspondants à la perte de l’acétyle et de l’acétoxyle à 346 et 328 ppm indique la présence du groupement acétoxy dans la molécule. Le spectres RMN1H et RMN 13C du produit 9 (spectre n° 41 et 44a) confirment la présence du groupement acétyle ainsi que le groupement méthoxyle qui apparaît sous forme de singulet à 3.90 ppm et à 60.87 ppm. Le spectre RMN 1H présente 3 singulets s’intégrant pour 3 méthyles à 0.89, 0.90 et 1.31 ppm et 2 doublets resonant à 1.18 et 1.24 ppm correspondants à 2 méthyles cependant, le signal du méthyle du groupement acétyle apparaît à 2.04 ppm. Le signal du proton methine de l’isopropyle est observé sous forme de septuplet à 3.19 ppm. L’apparition du signal caractéristique du proton H-7 à 5.97 ppm sous forme de doublet de doublet (J=1.5 et J=4.3 Hz) indique une β configuration. Le spectre Dept (spectres 44a-c), confirmant la présence de 23 carbones, permet de distinguer 10 méthyles et méthines, d’une part, et 13 méthylènes et carbones quaternaires, d’autre part. Les carbonyles de la paraquinone apparaissent à 186.35 et 183.81 ppm cependant, le carbonyle de l’acétyle resone à 169.55 ppm. Le signal du carbone C-7 apparaît à 64.87 ppm ei celui du méthoxy à 60.87 ppm. L’attribution des autres signaux a été faite par comparaison avec des structures similaires48. Toutes ces données spectrales nous permettent d’identifier le produit 9 au 12-méthoxy-7-acétoxyroyleanone. Il faut signaler que le 12-méthoxy-7-acétoxyroyleanone est inédit. OMe O

OAc

Structure 9 : 12-Méthoxy-7-acétoxyroyléanone

167

Les données RMN 1H et 13C du produit 9 sont résumées dans les tableaux 20a et 20 b

1 Tableau 20: RMN H ( 250 MHz, CDCl3) du produit 9 H d ppm (multiplicité) J (Hz) 1β 2.64 (m) 7 5.95 (dd) 1.5 ; 4.3 15 3.19 sept 7.0 16 1.18 (d) 7.0 17 1.24 (d) 7.0 18 0.89 (s) 19 0.90 (s) 20 1.31 (s) COCH3 2.04 (s) 12-OMe 3.90 (s)

13 Tableau 20b: RMN C ( 69.MHz, CDCl3) du produit 9 Carbone C1 C2 C3 C4 C5 C6 C7 C8 C9 C10 C11 C12 d ppm 36.6 19.2 41.5 33.4 46.6 25.2 64.7 152.8 137.3 39.6 183.8 156.8 Carbone C13 C14 C15 C16 C17 C18 C19 C20 C21 C22 C23 d ppm 136.2 186.3 25.0 19.1 20.6 21.5 33.4 22.0 20.9 169.5 60.9

zkak597 #99 RT: 2.04 AV: 1 NL: 6.02E5 T: + c Full ms [ 50.00-650.00] 149 100 55

80 57

70 69

50 83

167 40 R e l a t i v A b unda n ce 91 109 30 115 328 141 20 229 243 313 203 119 257 285 187 295 346 10 371 370 388 0 100 150 200 250 300 350 400 m/z

Spectre n° 40 : MS du produit 9

168

Spectre n° 41 : RMN 1H du produit 9

Spectre n° 42 : RMN 1H étalé du produit 9

169

Spectre n° 43 : RMN 1H étalé du produit 9

Spectre n° 44 : RMN 1H étalé du produit 9

170

Spectre n°44a : RMN 13C Dept du produit 9

Spectre n°44b : RMN 13C Dept étalé du produit 9

171

Spectre n°44c : RMN 13C Dept étalé du produit 9

172 III-2.3-Identification du produit 10 (code 534) Le spectre de masse SMIE du produit 10 (spectre n° 45) montre un pic moléculaire à m/z = 332 correspondant à la formule brute C20H28O4 qui est en accord avec les données de la RMN 1H et de la RMN 13C (spectres 48a en annexe) et un autre pic à m/z = 346 dû probablement à une méthylation d'une partie du produit à cause des conditions de stockage. L’attribution des signaux du spectre de la RMN13C a été faite sur la base du spectre cosy (spectre n°48 en annexe). Le spectre RMN 1H du produit 10 (spectre n° 46) est similaire à celui du produit 8 (le 7- acétoxyroyleanone) avec absence du singulet à δ = 2.03 ppm correspondant au méthyle de l'acétyle et on voit l’apparition d'une large bande attribuèe à l'hydroxyle en C-7 à δ = 3.04 ppm. On constate également la résonance du proton en C-7 à un champs plus blindé à 4.75 ppm sous forme de multiplet, indiquant que le proton est en β-équatorial car s'il était un proton α-axial, il serait sous forme d'un triplet centré à 4.80 ppm avec une constante de couplage J = 7 Hz comme il est montré dans la littérature pour la taxoquinone49. On peut déduire que le produit 10 est l'horminone qui est très abondante dans le genre Salvia (structure 10). L’attribution des signaux du spectre RMN 13C a été faite sur la base du spectre Cosy1H-13C (spectre 48 b) et par comparaison avec celui de la littérature40.

OH O

Structure 10 : Horminone Les données RMN 1H et RMN 13C sont résumées dans les tableaux 21a et 21b 1 Tableau 21a: RMN H ( 250 MHz, CDCl3) du produit 10 H d ppm (multiplicité) J (Hz) 1β 2.72 (m) 7 4.75 (m) 15 3.16 sept 7.1 16 1.23 (d) 7.1 17 1.24 (d) 7.1 18 0.93 (s) 19 1.0 (s) 20 1.24 (s) 7-OH 3.04 (s) 12-OH 7.25 (s)

173

13 Tableau 21b : RMN C ( 62.9 MHz, CDCl3) du produit 10 Carbone Produit 10 (d ppm) 1 36.9 2 19.8 3 30.5 4 26.3 5 45.8 6 41.2 7 63.3 8 143.4 9 146.0 10 39.2 11 189.3 12 151.4 13 124.4 14 184.2 15 24.1 16 19.6 17 20.4 18 33.2 19 21.8 20 20.4

zkak534 #82 RT: 1.69 AV: 1 NL: 6.58E5 T: + c Full ms [ 50.00-650.00] 149 100

90 57

50 69 71 40 167

R e l a t i v A bundan ce 83

30 195 85 20 97 113 123 332 141 261 10 231 299 314 168 219 243 289 346 0 50 100 150 200 250 300 350 400 m/z Spectre n° 45 : MS du produit 10

174

Spectre n°46 : RMN 1H du produit 10

Spectre n°47a : RMN 1H étalé du produit 10

175

Spectre n°48: RMN1H étalé du produit 10

S pectre n° 48a : RMN 13C du produit 10

176

Spectre n° 48b : Cosy 1H-13C du produit 10

177 III-2.4-Identification du produit 11 (code 533)

Le spectre de masse SMIE du produit 11 (spectre n° 49) montre un pic moléculaire à m/z = 346 correspondant à la formule brute C21H30O4, soit une molécule à 7 insaturations.

Il apparaît dans le spectre RMN 1H ( spectre n° 50) des signaux typiques : - d'un méthoxyle ( 3H, δ = 3.81 ppm, s), - d'un isopropyle (1H, δ = 3.32 ppm, sept, J = 7.1Hz, H-15; 3H, δ = 1.40, d, J = 7.1 Hz, Me-16; 3H, δ = 1.42, d, J = 7.1 Hz, Me-17), - de trois méthyles ( 3H, δ = 0.96 ppm, s, Me-18; 3H, δ = 0.98 ppm, s, Me-19; 3H, δ = 1.39 ppm, s, Me-20); qui caractérisent un squelette abiétane. On constate dans le spectre RMN 13C (spectre n° 52) un seul pic très déblindé à δ = 206.2 ppm spécifique à un carbonyle et l'absence de signaux dans l'intervalle 177 à 188 ppm, favorisant ainsi un abiétane avec un cycle C aromatique au lieu d'un cycle C para ou ortho quinone. Le carbonyle ne peut être placé en C-1 à cause de l'apparition d'un signal correspondant au proton 1β à un champs déblindé, indiquant la présence d'un hydroxyle en C-1147, ni en C-3 car dans ce cas les signaux correspondants à C-2 et C-4 dans le spectre RMN 13C seraient déplacés respectivement vers δ = 28 à 34 ppm et δ = 47 ppm50. La présence des signaux caractéristiques d’un système ABX et le signal très déblindé apparaissant à 13.4 ppm sous forme de singulet nous oriente a placer le carbonyle en C-7 et le 2ème hydroxyle en C-14. Les protons en C-6 de la partie AB résonant à 2.62 et 2.69 ppm, donnent lieu à un couplage géminal qui est représenté par des raies très déformées. Les raies internes sont importantes, celles qui sont à l’extérieur sont faibles. Chaque proton méthylénique est également dédoublé par le proton vicinal X avec des constantes de couplages différentes (10.2, 7.1 Hz). Deux des raies coïncident, les raient extrêmes sont perdues dans le bruit de fond. La résonance du proton vicinal H-5 consiste en deux paires de raies à 1.82 ppm (J= 7.1 et 10.2 Hz) . Ces données spectrales nous permettent d’identifier le produit 11 au 11,14- dihydroxy-12-méthoxy-7-oxoabiéta-8,11,13-triène (structure 11). Le spectre RMN 13C est établi par comparaison avec des structures similaires51.

178 OMe HO

Structure 11 : 11,14-dihydroxy-12-méthoxy-6-oxoabiéta-8,11,13-triène

Les données spectroscopiques de RMN 1H et de RMN 13C sont résumées dans les tableaux 22 et 23.

1 Tableau 22: RMN H ( 250 MHz, CDCl3) du produit 11 H d ppm (multiplicité) J (Hz) 1β 3.29 (m) 5 1.82 (dd) 7.1 10.2 6a 2.62 (d) 17.2 6b 2.69 (d) 17.2 15 3.32 sept 7.1 16 1.40 (d) 7.1 17 1.42 (d) 7.1 18 0.96 (s) 19 0.98 (s) 20 1.39 (s) 11-OH 5.72 (s) 12-OMe 3.81 (s) 14-OH 13.4 (s)

13 Tableau 23 : RMN C ( 62.9 MHz, CDCl3) du produit 11 Carbone Produit 11 1 35.8 2 19 3 40.3 4 33.2 5 49.6 6 41.1 7 206.2 8 112.5 9 139.1 10 36.4 11 135.8 12 158.2 13 126.1

179 14 152.1 15 26.0 16 20.4 17 20.2 18 33.4 19 21.5 20 22.6 OMe 62.0

zkak533 #45 RT: 0.94 AV: 1 NL: 1.48E7 T: + c Full ms [ 50.00-650.00] 346 100

60 331 50

69 40 R e l a t i v A bundan ce 55 261 30 249 263 347 83 149 20 235 207 91 109 135 233 289 10 167187 275 313 348 0 50 100 150 200 250 300 350 400 m/z

Spectre n° 49 : MS du produit 11

180

Spectre n° 50 : RMN 1H du produit 11

181

Spectre n° 51 : RMN 1H étalé du produit 11

182

Spectre n° 52 : RMN 13C du produit 11

183 III-2.5-Identification du produit 12 (code 569)

Le spectre de masse SMIE du produit 12 (spectre n° 53) présente un pic moléculaire à m/z = 344 correspondant à la formule brute C21H28O4. et le pic [M- Me]+ à 329.

Le spectre RMN 1H ( spectre n° 54) montre 3 singulets correspondants à des méthyles resonant à 0.94, 0.98 et 1.44 ppm et deux doublets s’intégrant pour 2 méthyles resonant à 1.21 et 1.26 ppm. Ces doublets avec le signal du proton méthine apparaissant sous forme de septuplet à 3.21 ppm, indique que le groupement isopropyle est attaché plutôt à une paraquinone qu’à un noyau aromatique. Tous ces signaux sont caractéristiques d’une structure d’un diterpène du type abiétane dont le nombre d’atome de carbone est confirmé par le spectre RMN 13C (spectre n° 57) qui est de 21. Le signal du méthoxy apparaît à 3.88 ppm cependant, le proton caractéristique H-1β est observé à 2.73 ppm sous forme de doublet de triplet ( J = 2.5 et 12.5 Hz) est en faveur de la présence d’un carbonyle en C-11. Les signaux observés sous forme de doublet de doublet à 2.53 ppm (J = 13.9 ; 17.9 Hz) et 2.68 ppm (J = 4.4 ; 17.9 ppm) sont attribués aux protons du carbone 6 cependant, le proton H-5 apparaît à 1.82 ppm sous forme de doublet de doublet (J = 13.9, 4.4 Hz). Les grandes valeurs des constantes de couplage des protons de H-6 et la multiplicité caractéristique du proton H-5, indique la présence d’un groupement carbonyle en C-7. Ce qui est confirmé par l’apparition de son signal à 196.94 ppm dans le spectre RMN 13C cependant, les 2 carbonyles de la paraquinone sont observés à 185.03 ppm et le carbone du méthoxy à 60.37 ppm. Les autres signaux sont attribués par comparaison avec des structures similaires52. Ces données spectrales nous ont conduit à identifier le produit 12 au 12- méthoxy-7-oxoroyleanone (structure 12) qui est à notre connaissance inédit.

OMe O

Structure 12 : 12-Méthoxy-7-oxoroyléanone

191 Les données spectroscopiques de la RMN 1H et de la RMN 13C sont résumées dans les tableaux 24 et 25

1 Tableau 24: RMN H ( 250 MHz, CDCl3) du produit 12 H d ppm (multiplicité) J (Hz) 1β 2.73 (dt) 2.5, 12 .5 5 1.82 (dd) 4.4; 13.9 6α 2.68 (dd) 4.4; 17.9 6β 2.53 (dd) 13.9; 17.9 15 3.20 sept 7.1 16 1.21 (d) 6.9 17 1.26 (d) 6.9 18 0.94 (s) 19 0.98 (s) 20 1.43 (s) 12-OMe 3.91 (s)

13 Tableau 25 : RMN C ( 62.9 MHz, CDCl3) du produit 12 Carbone Produit 12 1 36.8 2 18.2 3 40.7 4 33.3 5 49.2 6 35.5 7 196.9 8 130.7 9 156.4 10 40.0 11 185.0 12 159.1 13 136.4 14 185.0 15 29.7 16 21.2 17 20.3 18 32.6 19 20.3 20 24.6 12-OMe 60.4

192

zkak569 #82 RT: 1.69 AV: 1 NL: 4.22E6 T: + c Full ms [ 50.00-650.00] 148.94 100

90 54.99 346.11 68.99 80

70 329.06

50 261.00 82.99 40

R e l a t i v A bu n dan ce 246.99 166.95 30 90.99 273.01 232.98 114.98 20 134.97 206.98 311.03 10

360.10 396.29 0 50 100 150 200 250 300 350 m/z

Spectre n° 53 : MS du produit 12

193

Spectre n° 54 : RMN 1H du produit 12

194

Spectre n° 55 : RMN 1H étalé du produit 12

195

Spectre n° 56 : RMN 1H étalé du produit 12

196

Spectre n° 57 : RMN 13C du produit 12

197 III-2.6-Identification du produit 13 (code 500)

Le spectre de masse du produit 13 présente un pic moléculaire à m/z : 316 correspondant à la formule brute C20H28O3. Le nombre de carbones est confirmé par le spectre RMN 13C où on observe 20 pics dont 6 se trouvent dans la région de faible champ entre 120 et 188 ppm.

Le spectre Dept du produit 13 montre 5 pics attribués à des méthylènes et 7 pics attribués à des méthines et méthyles. On en déduit que les carbones quaternaires sont au nombre de 8.

Le spectre RMN 1H présente 3 singulets respectivement à δ = 0.92, 0.95 et 1.27 ppm correspondant à 3 méthyles et un septuplet à δ = 3.17 ppm ( J = 7.1 Hz ) couplé avec 2 méthyles qui apparaissent sous forme de 2 doublets à 1.22 et 1.23 ppm (J = 7.1 Hz). Ces signaux sont caractéristiques d'un squelette abiétane. Le proton H- 1β apparait à δ = 2.77 ppm à cause de l'absence d'un hydroxyle en C-11 qui est conforté par la présence de 2 pics à 183 ppm et 187 ppm dans le spectre RMN 13C, montrant ainsi l'existence d'un cycle para-quinone. On observe également 2 signaux sous forme de doublet de doublet dédoublé à δ = 2.36 et 2.74 ppm correspondant à 2 protons en b du C=O de la para-quinone et un singulet unique à δ = 7.26 ppm correspondant au proton échangeable de l'hydroxyle. Ces données nous orientent vers la structure 13 du royléanone, un produit très abondant dans le genre Salvia. L'attribution des signaux des carbones a été établie en utilisant le spectre Dept et par comparaison avec des structures similaires53.

OH O

Structure 13 : Royléanone

Les données spectroscopiques de la RMN 1H et de la RMN 13C sont résumées dans les tableaux 26 et 27:

191

1 Tableau 26: RMN H du 12-déoxyroyleanone ( 400MHz, CDCl3) et du produit 13

(250.13 MHz, CDCl3)

le 12-déoxyroyleanone 57 Produit 13 H δ ppm J (Hz) δ ppm (multiplicité) J (Hz) (multiplicité) 1a 1.09 m * 1b 2.74 dt 12.5, 3.5 2.77 m 2a 1.53 dt 14.2, 3.6 * 2b 1.73 dt 14.2, 3.6 1.74 dt 13.2, 3.4 3a 1.18 m * 3b 1.48 m * 5 1.08 m * 6a 1.42 m * 6b 1.86 dd 13.5, 7.4 1.90 dd 13.2, 7.4 7a 2.30 ddd 20.0,11.5,7.4 2.36 ddd 21.0, 11.4, 7.3 7b 2.69 dd 20.0, 5.0 2.74 ddd 21.0, 5.7, 1.2 12 6.31 d 1.0 12-OH 7.26 s 15 2.98 sept de d 7.0, 1.0 3.17 sept 7.1 16 1.09 d 7.0 1.22 d 7.1 17 1.10 d 7.0 1.23 d 7.1 18 0.93 s 0.95 s 19 0.90 s 0.92 s 20 1.28 s 1.27 s

* représente une zone de recouvrement des signaux.

192 13 Tableau 27 : RMN C ( 62.9 MHz, CDCl3) du produit 13

Carbone Produit 13 1 36.2 2 18.9 3 41.3 4 33.4 5 51.7 6 17.4 7 26.7 8 146.0 9 146.5 10 38.4 11 183.3 12 150.5 13 123.6 14 187.5 15 24.0 16 20.0 17 20.1 18 33.4 19 21.8 20 19.9

193 zkak500 #82 RT: 1.70 AV: 1 NL: 9.36E6 T: + c Full ms [ 50.00-650.00] 316 100

55 60 69

205 219 231 40 149 R e l a t i v A b u nd n ce 83 30 91 245 301 317 20 105 115 133 179 189 246 273 10 318 0 50 100 150 200 250 300 350 400 m/z

Spectre n° 58a : MS du produit 13

Spectre n° 58b : IR du produit 13

194

Spectre n° 59 : RMN 1H du produit 13

195

Spectre n° 60 : RMN 1H étalé du produit 13

196

Spectre n° 61 : RMN 1H du produit 13

197

Spectre n° 62 : RMN 13C du produit 13

198

Spectre n° 63 : Dept du produit 13

199 III-2.6-Identification du produit 13 (code 500)

Le spectre de masse du produit 13 présente un pic moléculaire à m/z : 316 correspondant à la formule brute C20H28O3. Le nombre de carbone est confirmé par le spectre RMN 13C ou on observe 20 pics dont 6 se trouvent dans la région de faible champ entre 120 et 188 ppm.

Le spectre Dept du produit 6 montre 5 pics attribués à des méthylènes et 7 pics attribués à des méthines et méthyles. On déduit que le nombre de carbones quaternaires est de 8 carbones.

Le spectre RMN 1H présente 3 singulets respectivement à δ = 0.92, 0.95, 1.27 ppm correspondants à 3 méthyles et un septet (δ = 3.17 ppm; J = 7.1 Hz ) couplé avec 2 méthyles qui apparaissent sous forme de 2 doublets (δ = 1.22, 1.23 ppm; J = 7.1 Hz). Ces signaux sont caractéristiques d'un squelette abiétane. Le proton H-1β est déplacé à δ = 2.77 ppm à cause de l'absence d'un hydroxyle en C-11 qui est conforté par la présence de 2 pics à 183 ppm et 187 ppm dans le spectre RMN 13C montrant ainsi l'existence d'un cycle paraquinone. On observe également 2 signaux sous forme de doublet de doublet dédoublé à δ = 2.36 et 2.74 ppm correspondant à 2 protons benzyliques et un singulet unique à δ = 7.26 ppm correspondant au proton échangeable de l' hydroxyle. Ces données nous orientent vers la structure 13 du royleanone, un produit très abondant dans le genre Salvia. L'attribution des signaux des carbones a été établi en utilisant le spectre Dept et par comparaison avec des structures similaires53.

OH O

Structure 13

Les données spectroscopiques de la RMN 1H et la RMN 13C sont résumées dans les tableaux 27 et 28:

197

1 Tableau 27: RMN H du 12-deoxyroyleanone ( 400MHz, CDCl3) et du produit 13

(250.13 MHz, CDCl3)

le 12-deoxyroyleanone 57 Produit 13 H δ ppm (multiplicité) J (Hz) δ ppm (multiplicité) J (Hz) 1a 1.09 m * 1b 2.74 dt 12.5, 3.5 2.77 m 2a 1.53 dt 14.2, 3.6 * 2b 1.73 dt 14.2, 3.6 1.74 dt 13.2, 3.4 3a 1.18 m * 3b 1.48 m * 5 1.08 m * 6a 1.42 m * 6b 1.86 dd 13.5, 7.4 1.90 dd 13.2, 7.4 7a 2.30 ddd 20.0,11.5,7.4 2.36 ddd 21.0, 11.4, 7.3 7b 2.69 dd 20.0, 5.0 2.74 ddd 21.0, 5.7, 1.2 12 6.31 d 1.0 12- 7.26 s OH 15 2.98 sept de d 7.0, 1.0 3.17 sept 7.1 16 1.09 d 7.0 1.22 d 7.1 17 1.10 d 7.0 1.23 d 7.1 18 0.93 s 0.92 s 19 0.90 s 0.95 s 20 1.28 s 1.27 s

* représente une zone de recouvrement des signaux.

198

13 Tableau 28 : RMN C ( 62.9 MHz, CDCl3) du produit 13

Carbone Produit 13 1 36.2 2 18.9 3 41.3 4 33.4 5 51.7 6 17.4 7 26.7 8 146.0 9 146.5 10 38.4 11 183.3 12 150.5 13 123.6 14 187.5 15 24.0 16 20.0 17 20.1 18 33.4 19 21.8 20 19.9

199 zkak500 #82 RT: 1.70 AV: 1 NL: 9.36E6 T: + c Full ms [ 50.00-650.00] 316 100

55 60 69

205 219 231 40 149 R e l a t i v A b u n da ce 83 30 91 245 301 317 20 105 115 133 179 189 246 273 10 318 0 50 100 150 200 250 300 350 400 m/z

Spectre n° 58 : MS du produit 13

200

Spectre n° 59 : RMN 1H du produit 13

201

Spectre n° 60 : RMN 1H étalé du produit 13

202

Spectre n° 61 : RMN 1H du produit 13

203

Spectre n° 62 : RMN 13C du produit 13

204

Spectre n° 63 : Dept du produit 13

205

206 III- ETUDE DE L'ACTIVITE ANTI-BACTERIENNE DES RACINES DE SALVIA JAMINIANA

1- Bactéries et méthode utilisées

L'étude de l'activité antibactérienne de l'extrait acétone des racines de Salvia jaminiana, par la méthode de diffusion sur disques54, a été réalisée en utilisant les bactéries suivantes: Bacillus subtilis, Escherichia coli ATCC 25922, Klebsiella pneumoniae, Proteus mirabilis, Staphyloccocus aureus, Streptoccocus a-hemolitic Les souches de référence proviennent de l'institut Pasteur (Alger) alors que les autres souches ont été recueillies auprès de malades du CHU Benbadis – Constantine.

2- Résultats et discussion

L’extrait acétone a remarquablement inhibé la croissance des souches de Bacillus subtilis, Staphyloccocus aureus ATCC 25923 et Streptoccocus a-hemolitic avec des zones d’inhibition respectives de 28, 26 et 22 mm et à des concentrations minimales inhibitrices (CMI) respectives de 4 mg/ml, 16 mg/ml et 6 mg/ml55. Cependant, une faible activité antibactérienne a été observée vis-à-vis des souches d’Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae et de Proteus mirabilis (tableau 27). Parmi les 4 diterpénoides isolés, la 6-hydroxysalvinolone56-57 et le microstégiol57-58 ont manifesté une faible activité antibactérienne (CMI>250mg/ml) vis-à-vis des bactéries testées alors que la 6,7-déhydroroyleanone57 a sélectivement inhibé la croissance des souches de Staphyloccocus aureus. A notre connaissance, le cryptanol n’a fait l’objet d’aucune étude biologique.

200 Tableau 27 : Activité antibactérienne des racines de S. jaminiana Diamètre d’inhibition CMI (mg/ml) Microorganisme (mm) Standard Extait Standard Extrait (10mg/ml) (128mg/ml) (10mg/ml) (128mg/ml) Bacillus subtilis 14 28 10 4 Escherichia coli ATCC 25922 18 14 10 >128 Klebsiella pneumonia 14 12 32 >128 Proteus mirabilis 16 8 64 >128 Staphyloccocus aureus 30 26 5 16 Streptoccocus a-hemolitic 18 22 8 6 Standard: Ampicilline

CONCLUSION L’extraction au Soxhlet des racines de l’espèce endémique S. jaminiana et les séparations chromatographiques successives ont permis d’isoler 5 diterpénoides identifiés à la 6,7-déhydroroyléanone, le cryptanol, le microstégiol, la 6- hydroxysalvinolone et le ferruginol (spectre RMN1H en annexe). La littérature a montré que ces diterpénoides ont été décrits pour plusieurs espèces Salvia : La 6,7- déhydroroyléanone a été trouvée dans 11 espèces, le cryptanol a été isolé de 14 espèces, le microstégiol a été cité pour 10 espèces, la 6-hydroxysalvinolone a été trouvée dans 4 espèces alors que le ferruginol a été trouvé dans 35 espèces.

Le traitement analogue des racines de l’espèce endémique S. barrelieri a conduit à 6 diterpénoides : le royléanone (isolé de 16 espèces), le 7- acétoxyroyléanone (trouvé dans 30 espèces), l’horminone (rapporté pour 31 espèces), 12-méthoxy-7-oxoroyléanone, 12-méthoxy-7-acétoxyroyléanone, 11,14-dihydroxy- 12-méthoxy-6-oxoabiéta-8,11,13-triène, les 3 derniers étant inédits.

Les racines de S. jaminiana ont montré une bonne activité antibactérienne vis- à-vis de Bacillus subtilus, Staphylococcus aureus et Streptococcus a-hemolytic. Il faut aussi noter que c’est la première fois qu’une espèce Salvia manifeste une activité antibactérienne aussi forte vis-à-vis de Bacillus subtilus.

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204

Extrait brut (12 g) des racines de Salvia barrilieri

1-12 13-16 17-20 21-24 25-29 30-32 33-34 35-36 37-42 43-50

10-40 41-47 48-71 72-92 93-130

Code 335

2-9 10-12 13-21 22-24 25-27

Code 597

1 2-5 6 7-9 10-15 16-27 28-30 31-40 41-49 50-52 53-56 57-60

Code 569

Code 500 Code 533 Code 534

Diagramme : Séparations des produits de l'extrait brut de Salvia barrilieri par des chromatographies successives sur colonne de gel de silice

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103 PARTIE II

ETUDE PHYTOCHIMIQUE DU PHLOMIS CRINITA

CHAPITRE 1

TRAVAUX ANTERIEURS SUR LE GENRE PHLOMIS

I-INTRODUCTION

Le genre Phlomis (Lamiaceae) comprend près de 100 espèces dont 34 croissent en Turquie1, 17 se trouvent en Iran2 et 4 poussent en Algérie3. 3 espèces algériennes sont endémiques à l'Afrique du nord (P. boveii, P. caballeroi et P. crinita), la quatrième (P. herba-venti) étant méditerranéenne.

II- USAGES TRADITIONNELS ET ACTIVITES BIOLOGIQUES DES ESPECES PHLOMIS

Depuis des millénaires, les plantes du Genre Phlomis sont utilisées en médecine traditionnelle turque comme stimulant et tonique4, remède contre les désordres gastriques (douleurs d'estomac et ulcères peptiques)5 et comme cicatrisant6. En Chine, le Phlomis sert à calmer les douleurs7 alors qu'au Tibet, les racines sont utilisées pour traiter les rhumes et les états fébriles. Les propriétés curatives du Phlomis sont aussi appréciées en Inde (Cachemire) où on s'en sert également comme plante médicinale et comme Insecticide8,9.

Outre les flavonoides, les phényléthanoides sont des métabolites secondaires du Phlomis. Ce sont des glycosides du phényléthanol estérifié par l'acide cinamique (ex. acide caféique, férulique, p-coumarique). Ils ont un effet inhibiteur sur les enzymes 5-lipase oxygénase, AMP phosphodireductase cyclique, aldose réductase et sur la protéine kinase10,11, en plus de leurs effets immunosuppresseurs12, cytotoxique et cytostatique13,14, anti-inflammatoire, antinociceptif et antimicrobien15-17.

Les iridoides glycosides, autres métabolites secondaires du genre Phlomis, sont des glycosides comprenant un cyclopentane et des cycles pyraniques. Les iridoides glycosides possèdent des activités biologiques diverses; ils peuvent être cholérétiques, purgatifs, hépato-protecteurs, vaso-constricteurs, anti-microbiens, analgésiques, anti-tumoraux, sédatifs et anti-inflammatoires18,19.

Les activités biologiques des espèces Phlomis sont aussi variées que le sont leurs métabolites secondaires (flavonoides, iridoides, phényléthanoides (ou phénylpropanoides), triterpenoides etc….). L'activité anti-ulcéreuse, la plus vieille

205 propriété des Phlomis turques connue en médecine traditionnelle depuis des millénaires, a été récemment établie pour l'espèce P. grandiflora21. Les activités biologiques des espèces Phlomis étudiées sont résumées dans le Tableau 1.

Tableau 1: Activités biologiques des espèces Phlomis Espèce Activité Référence P. anisodenta Boiss. Antinociceptive (contre les 17 douleurs viscérales).

P. armeniaca Cytotoxique 13 Cytostatique 14

P. aurea Decne Antibiotique 22

P. fruticosa Anti-mutagénique 23

P. grandiflora H.S. Anti-ulcérogénique 21 Thomson

P. lanata Antioxydante 24

P. olivieri Benth. Antinociceptive 17

P. persica Boiss. Antinociceptive 17

P. pungens var. Pungens Effet protecteur dû aux 15 radicaux libres

P. samia Antimicrobienne, effet 25 protecteur

P. tuberosa Anti-leucémique (contre la 26 tumeur P-338 et la tumeur ascitique Ehrlich)

P. umbrosa turcz Anti-tumorale 27

206 III- LES PRINCIPAUX METABOLITES SECONDAIRES DU GENRE PHLOMIS

Les métabolites secondaires principaux du genre Phlomis sont les flavonoides, les phényléthanoides (ou phénylpropanoides), les iridoides et, en quantités moindres, les terpénoides (acide oléanolique, acide ursolique etc..).

III-1. LES FLAVONOIDES

III-1.a INTRODUCTION

Le terme flavonoide dérive du mot grec flavus qui veut dire jaune. Ces substances ou pigments, responsables de la couleur des fleurs28, ont été introduits pour désigner le squelette C6-C3-C6 (schéma 1). Ils sont issus du métabolite secondaire des plantes et plus particulièrement de leurs parties aériennes.

1 8 O 2' 3' 7 2 A 4' C 1' B 6 3 6' 5' 5 4 Schéma 1

Les flavonoides se trouvent surtout dans les vacuoles des cellules29-30. conférant aux tissus une protection contre les rayonnements UV.

Plus de 6300 flavonoides ont été isolés sous forme aglycone ou hétéroside31-32. Comme le montre le schéma 2, les flavonoides sont divisés en plusieurs classes (flavones, flavanones, flavonols, anthocyanes, chalcones, aurones).

207 R R OH OH

HO O HO O

OH O OH O FLAVONOLS FLAVONES R=H ; kaempférol R=H ; apigénine R=OH; quercétine R=OH; lutéoline

R R OH OH

HO O HO O

H H

OH H OH O OH

FLAVANONES FLAVAN-3-OLS R=H ; naringénine R=H ; afzéléchol R=OH; ériodictyol R R R=OH; catéchol OH OH

HO O HO O

H H OH OH H H H OH O OH OH DIHYDROFLAVONOLS FLAVAN-3,4-DIOLS R=H ; leucopélargonidol R=H;dihydrokaempférol R=OH;leucopéyanidol R R=OH;dihydroquercétol R

3 OH OH - 4 X HO HO O 1 4' +

1' 2' OH OH O OH

CHALCONES ANTHOCYANIDOLS R=H ;isoliquintigénine OH R=H; pélargonidol R=OH; butéine R=OH; cyanidol

HO O

AURONES hiopidol

Schéma 2: Les différentes classes de flavonoides

208 II-1. b BIOSYNTHESE

Le squelette des flavonoides dérive de 2 voies, la voie shikimique33, faisant intervenir 2 enzymes clés (la phénylalanine ammonialase et la tyrosine ammonialase) et la voie acétate34 faisant appel à l'enzyme chalcone synthase. Cette enzyme catalyse la condensation de 3 entités malonyl-CoA avec la 4-coumaroyl-CoA conduisant à la 4,2,4',6-tetrahydroxychalcone qui s'isomérise en flavanone (naringénine), par action de l'enzyme chalcone isomérase, donnant lieu à une cascade de transformations enzymatiques conduisant à différents flavonoides35. Le Schéma 3 illustre la biosynthèse de l'acide p-coumarique par la voie shikimique36 et le Schéma 4 montre la condensation de l'acide p-coumarique avec 3 entités malonyl-CoA.

O COO- CH C COO- COO- 2 - ATP ADP +Pi COO H2C HO C O H2C - OH OOC OH C O P OH - OH OOC shikimate chorismate préphénate

+ O NH3 - CH CH COO - C - CH2 C COO CH2 COO

OH OH OH

tyrosine 4-hydroxyphénylpyruvate

-OOC

acide p- coumarique

Schéma 3: Biosynthèse de l'acide p-coumarique par la voie shikimique

209 O OH OH

- O HO OH + 3 X 4,6,4'-trihydroxy-aurone CoAS O CoAS

O OH O

Malonyl-CoA 4-coumaroyl CoA 4,2',4',6',-tétrahydroxychalcone

HO O

apigénine =apigénol génistéine (isoflavone) OH O

naringétol =narigénine

OH OH

HO O HO O

OH OH OH O OH O

kaempférol ( 2R,3R )-dihydrokaempférol

OH OH

HO O HO O

OH OH OH OH O H

afzéléchol leucopélargonidol

HO O + pélargonidol-3-glucoside OH OH

pélargonidol

Schéma 4: Biosynthèse de la chalcone et de ses dérivés flavonoides

210 Les groupements hydroxyle en positions 7 et 8 se fixent avant la formation du noyau aromatique A37 (schéma 5).

OH OH OH OH

HO O HO O

OH OH O OH O

Lutéoline Quercétine

Schéma 5: Flavonoides hydroxylés

Les méthoxylations ont lieu grâce à l'enzyme O-méthyltransférase38. La liaison peut être du type O-Me ou C-Me, cette dernière est souvent en position 6 et/ou 8 et parfois en 3 et 8 39 (schéma 6).

OH OH Me MeO O HO O

OH OH OH O OH O

Rhamnétine 8-C-méthylgalanagine

OH Me MeO O

Me OH O

Sidéroxyline

Schéma 6: Flavonoides méthoxylés ou méthylés

211 La O-glycosylation des flavonoides a lieu par action de l'enzyme O- glycosyltransférase40,41, plus souvent en position 7 et 3, tandis que la C-glycosylation, plus rare, s'effectue en position 6 et/ou 8, en présence de l'enzyme C- glycosyltransférase (Schéma 7).

OMe OH OH Glu GluO O HO O

OH O OH O

7- O -Glucosylapigénine 8-C-Glucosylchrysoériol

OH OH

GluO O

Glu OH O

7-O-Glucosylisoorientine Schéma 7: Flavonoides glycosylés

III-1.c DISTRIBUTION DES FLAVONOIDES CHEZ LA FAMILLE DES LAMIACEAE

La famille des Lamiaceae compte près de 224 genres qui sont des sources importantes de flavonoides. L'apigénine, la lutéoline, le chrysoériol, le kaempférol, l'isorhamnétine et leurs dérivés glycosylés ont été détectés dans un grand nombre d'espèces Lamiaceae42. La présence des flavonoides p-coumaroylglucosides et 8- hydroxyflavone-7-allosylglucosides est restreinte aux genres de la sous-famille des Lamiioides (tribu des Stachydeae)43-53.

212 III-1.d INTERETS BIOLOGIQUES DES FLAVONOIDES

Les flavonoides constituent un système de défense des plantes contre les agressions parasitiques et abiotiques, ils sont utilisés comme anti-oxydants54-56, anti- inflammatoires57, antimicrobiens, anti-hémorragiques, agents de désintoxication du foie58, etc…

III-1.e LES FLAVONOIDES DU GENRE PHLOMIS

Le genre Phlomis contient un grand nombre de flavonoides. Les p- coumaroylglucosides sont présents dans toutes les espèces du genre; ce sont des marqueurs chemotaxonomiques59. Les espèces méditerranéennes telles que P. aurea et P. floccosa croissant en Egypte60-61 et P. lychnitis62 se trouvant en Espagne, sont caractérisées par la présence de flavones méthylées (chrysoériol) alors que les espèces indiennes telles que P. spectabilis63 contiennent exclusivement des flavonols. Les espèces russes telles que P. agraria64 et P. tuberosa65-66, contiennent des flavones (lutéoline, apigénine et leurs glucosides et glucuronides). Nous avons recensé tous les flavonoides isolés des espèces Phlomis; ils sont dressés dans les Tableaux 2a et 2b.

Tableau 2a: Les flavonoides aglycones isolés du genre Phlomis Flavonoide Structure Espèce (Origine) Référence Apigénine 1a P. lychnitis (Espagne) 62 P. nissoli (Turquie) 67 P. pungens (Turquie) 68 P. samia (Turquie) 69 P. tuberosa (Ex-URSS) 65, 66

Lutéoline 1b P. lychnitis 62 P. nissoli 67 P. pungens 68 P. tuberosa 65, 66 Chrysoériol 1c P. brachyodon (Egypte) 70

P. lychnitis 62

213 P. samia 69 Narngénine 2 P. aurea (Egypte) 60, 61

Kaempférol 3a P. brachyodon 70

4'-méthylkaempférol 3b P. brachyodon 70

7,4'-méthylkaempférol 3c P. spectabilis (Inde) 63

Tableau 2b: Les flavonoides glycosides isolés du genre Phlomis Flavonoide glycoside Structure Espèce (Origine) Référence Apigénin-7-O-b-D-glucoside 4a P. aurea 60 P. floccosa 61 P. lychnitis 62 P. nissoli 67 P. tuberosa 65, 66 Apigénin-7-glucuronide 4b P. tuberosa 65, 66 Apigénin-7-O-coumaroyl-b-D- 4c P. lychnitis 62

glucoside P. tuberosa 65, 66 Lutéolin-7-O-b-D-glucoside 4d P. agraria 64

P. aurea 60 P. flocosa 61 P. lychnitis 62 P. nissoli 67 P. tuberosa 65, 66 Lutéolin-7- glucuronide 4e P. aurea 60

P. flocosa 61 P. tuberosa 65, 66 Lutéolin-7-O-coumaroyl-b-D- 4f P. aurea 60, 61 glucoside P. flocosa 61 P. lychnitis 62 P. tuberosa 65, 66

214 Chrysoériol-7-O-b-D- 4g P. aurea 60 glucoside P. floccosa 61

P. lychnitis 62 Hispidulin-7-O-b-D-glucoside 4h P. aurea 60 P. floccosa 61 Chrysoériol-7-b-D-(3''-p-E- 4i P. lychnitis 62 coumaroyl)glucoside 6-C-Glucosyl lutéoline 4j P. tuberosa 65, 66

6,8-DiC-Glucosyl apigénine 4k P. aurea 60, 61

P. floccosa 61 6,8-DiC-Glucosyl lutéoline 4l P. aurea 60, 61

P. floccosa 61 Naringénin-7-O-b-D-glucoside 5a P. aurea 60 Naringénin-7-O-coumaroyl-b- 5b P. aurea 60 D-glucoside Eriodictoyl-7-O-b-D-glucoside 5c P. nissoli 60 Eriodictoyl-7-O-coumaroyl-b- 5d P. nissoli 67 D-glucoside Eriodictoyl -7-O-rutinoside 5e P. nissoli 67 Apigénin-7-O-rutinoside 6a P. aurea 60

P. floccosa 61 P. nissoli 62 Lutéolin-7-O-rutinoside 6b P. aurea 60

P. floccosa 61 P. nissoli 62 Chrysoériol-7-O-rutinoside 6c P. aurea 60

P. floccosa 61 P. nissoli 62 Lutéolin-7-(6''-b-D- 6d P. nissoli 67 apiofuranosyl)-b-D-glucoside Chrysoériol-7-(6''-b-D- 6e P. nissoli 67 apiofuranosyl)-b-D-glucoside Chrysoériol-7-O-b- 6f P. sintenesii 71 allopyranosyl(1→2)-b-D- glucoside Stachyspinoside 6g P. sintenisii 71

215 Kaempférol-3-O-b-D- 7a P. brachyodon 70 glucoside (Astragaline) P. spectabilis 63 P. spinidens 72 Quercetin-3-O-b-D-glucoside 7b P. aurea 60, 61

P. floccosa 61 Quercetin-3-O-b-D- 7c P. spinidens 72 glucuronide (isoquercitrine) 7,4'-dimethyl-Kaempférol-3- 7d P. spectabilis 63 (6''-E-p-coumaroyl)-b-D- glucoside 4'-apiofuranosyl-Kaempférol- 7e P. spinidens 72 3-O-b-D-glucoside 4'-apiofuranosyl-quercetin-3- 7f P. spinidens 72 O-b-D-glucoside Tiliroside 8 P. brachyodon 70 P. spectabilis

216 R OH

HO O 1 R a H b OH 1 c OMe OH O

OH OR2 OH R O O HO O 1

OH 2 OH O OH O 3

3 R1 R2 a H H b H Me

c Me Me

OR2 R3

R1O O

R4 OH O 4

4 R R1 R2 R3 R4 a H Glc H H H b H Glur H H H c H p-coum-Glc H H H d OH Glc H H H e OH Glur H H H f OH p-coum-Glc H H H g OMe Glc H H H h OH Glc H H OMe i OMe p-coum-Glc H H H j OH H H H C-Glc k H H H C-Glc C-Glc l OH H H C-Glc C-Glc

217

5 R1 R2 a Glc H R 2 b p-coum-Glc H OH c Glc OH d p-coum-Glc OH R1O O e Rha-Glc OH

5 OH O

R 6 R R1 R2 R3 OR2 R3 a H Rha-Glc H H

R1O O b OH Rha-Glc H H c OMe Rha-Glc H H H d OH Apio-Glc H H 6 OMe Apio-Glc H H OH O e f OMe Allo-Glc H H

g Me H Glucur-Glc Me

R2 7 R R1 R2 R3 OR 3 a Glc H H H b Glc H OH H R1O O c Glucur H OH H d p-coum-Glc Me H Me OR e Glc H H Apio 7 OH O f Glc H OH Apio

HO O

O-Glc-O-CO=CH OH O 8

218 III-2 LES PHENYLETHANOIDES (OU PHENYLPROPANOIDES) . III-2.a. Biosynthèse Les dérivés esters d'amides et d'acides caféiques constituent un système de défense et de résistance des plantes aux attaques pathogènes. Des études de culture in vitro sur des espèces du genre Syringa73 ont établi l'accumulation des grandes quantités d'hydroxyphényléthanoides glycosides dominés par une partie caféoyle (9) qu'on appelle phényléthanoides (ou phénylpropanoides). Les phényléthanoides dérivent de l'acide cinnamique qui engendre d'autres métabolites secondaires (flavonoides, tanins etc…)74. L'enzyme phénylalanine ammonialysae (PAL) catalyse la désamination de la phénylalanine produisant l'acide cinnamique qui est transformé par action d'hydrolases et de O-méthylhydrolases. La plupart des phényléthanoides dérivent de tels acides hydroxycinnamiques. L'enzyme 4-coumarate: CoA ligase (4 CL) catalyse la formation des Co-A esters d'acides cinnamiques (Schéma 8). La tyrosine et la tyramine sont des précursuers efficaces de la biosynthèse de dérivés 3,4- hydroxyphényléthanoides..

COOH COOH COOH COSCoA + Flavonoides NH3 C4H PAL 4CL Tannins + NH4 O2 Lignins + CoASH NADPH + ATP Autres OH OH Acide Phénylalanine Acide 4-coumaroyl Co-A cinnamique 4-coumarique

Schéma8: Biosynthèse de l'acide cinnamique

L'estérification enzymatique d'un dérivé phénylethanol glycosylé par un dérivé de l'acide cinnamique (férulique, caféique, p-coumarique) conduit au phényléthanoide glycoside correspondant (Schéma 9).

219 H O 6' OR3 2 4 ' 5' O 7" R 3 1 8 HO 2' 5 7 OH + 2' 1' O 1" R2 R O 4 3' 8" 3" 4 OH 6 6" R6 5 4" R1 R ; R = H; OH, OMe 5" Enzyme 1 2 R5 ; R6 = H; OH, OMe

H O 6' OR3 2 4 3 8 ' 5' O 7" R5 1 2' 7 O 2' 1' O 1" R2 R4O 8" 3" H 3' OH 6 6" R6 4 5 4" R1 5"

Schéma 9: Formation de phényléthanoides

III-2.c Les phényléthanoides (ou phénylpropanoides) du genre Phlomis

Les phényléthanoides sont un caractère taxonomique important du genre Phlomis. Les plus couramment trouvés dans ce genre sont le verbascoside qui a été isolé de 14 espèces Phlomis, le forsythoside B, décrit pour 16 espèces du genre et l'alyssonoside trouvé dans 8 espèces Phlomis. Comme il a été indiqué dans le tableau 1, les phényléthanoides possèdent des propriétés cytotoxique13, cytostatique14 (l'étude de la relation structure-activité a montré que la présence d'un système aromatique ortho- dihydroxy est nécessaire pour posséder une telle activité), antimicrobienne25 et, comme les flavonoides, ils servent aussi de pièges à radicaux libres75. Les phényléthanoides isolés d'espèces Phlomis sont dressés dans le Tableau 3.

Tableau 3: Les phényléthanoides isolés du genre Phlomis Phényléthanoide Espèce Struct. Réf. Actéoside (Verbascoside) P. armeniaca 9a 13 P. aurea 16 P. bourgaei Boiss. 76 P. carica 77 P. chimerae 78 P. fruticosa 79 P. grandiflora var. 80 grandiflora P. grandiflora var. 79

220 fimbrilligera P. longifolia var. 81 longifolia P. monocephala 77 P. samia 77 P. sieheana 82 P. sintenisii 83 P. tuberosa L 84 Leucosceptoside A P. armeniaca 9b 13 P. licia 85 P. longiflora var. 81 longiflora P. siehana 82 P. physocalyx 86 Martynoside P. armeinaca 9c 13 P. samia 77 P. sieheana 82 P. sintenisii 83 Wiedemanoside P. physocalyx 9d 86 Forsytoside B P. armeniaca 9e 13 P. bourgaei Boiss 76 P. carica 77 P. chimerae 78 P. ruticosa 79 P. grandiflora var. 80 grandiflora P. grandiflora var. 79 fimbrilligera P. licia 85 P. longifolia var. 81 longifolia P. monocephala 77 P. Physolalyx 86 P. pungens var. hirta 87 P. pungens var. 87, 88 pungens P. sieheana 82 P. sintenisii 83 P. spinidens 89 P. tuberosa L 84 Alyssonoside P. carica 9f 77 P. chimerae 78 P. fruticosa 79 P. grandiflora var. 80 grandiflora. P. grandiflora var 79 fimbrilligera P. licia 85 P. monocephala 77

221 P. pungens var. 88 pungens Leucosceptoside B P. bourgaei Boiss 9g 76 P. chimerae 78 P. pungens var. 88 pungens Teucrioside P. armeniaca 9h 13 Phlinoside A P. linearis 9i 90 Phlinoside B P. linearis 9j 90 Phlinoside C P. linearis 9k 90 Phlinoside D P. linearis 9l 91 Phlinoside E P. linearis 9m 91 Physocalycoside P. physocalyx 9n 86 Phlométhanoside P. grandiflora var. 10a 80 grandiflora. P. grandiflora var 79 fimbrilligera Hattushoside P. grandiflora var. 10b 80 grandiflora. P. grandiflora var 79 fimbrilligera P. pungens var. 88 pungens Samioside P. samia 11 25 Cis-actéoside P. siehana 12 82 b-hydroxy actéoside P. siehana 13 82 4"-acétylmartynoside P. samia 14 77 Isomartynoside P. sintenisii 15 83 Coniférine P. carica 16a 77 Syringénine P. aurea 16b 16 P. carica 77 Dihydrosyringénine P. carica 17 77

H O 6' OR3 2 4' 3 1 8 5' O 7" R2O 7 2" O 2' 1' O 1" 3" OH 4 3 6 H O ' OH 8" HO 4" 5 5''' 1''' 6" OR 6''' O 1 3''' 5" HO 2''' 4''' HO OR 4

222 9

R1 R2 R3 R4 Phényléthanoides 9 H H H H 9a: Actéoside (Verbascoside) H Me H H 9b: Leucosceptoside A Me Me H H 9c: Martinoside H Me b-D-Glucosyl H 9d: Wiedemanioside H H b-Apiosyl H 9e: Forsythoside B H Me b-Apiosyl H 9f: Alyssonoside Me Me b-Apiosyl H 9g: Leucosceptoside B H H H a-Lyxosyl 9h: Teucrioside H H H b-D-Glucosyl 9i: Phlinoside A H H H b-D-Xylosyl 9j: Phlinoside B H H H a-L-Rhamnosyl 9k: Phlinoside C H Me H b-D-Xylosyl 9l: Phlinoside D H Me H a-L-Rhamnosyl 9m: Phlinoside E Me Me a-L-Rhamnosyl a-L-Rhamnosyl 9n: Physocalysoside

OH O HO O O OH Phényléthanoides 10 R O OH OH 10a: Phlomiséthanoside H MeO O 10b: Hattushoside OMe OH O 10 HO

223 H O 6' OH 2 4 3 1 8 ' O 7" HO 7 O 2" OH O 5' 2' 1' 1" 3" 4 O 3' 6 H OH 8" HO 4" 5 5''' 1''' 6" OH 6''' O 3''' 5" O 2''' 4''' HO OH O 11 HO OH

HO OH

O 6' OH 4 O O 2 1 O OH H H O 3 OH OH O HO HO OH 12

H O 6' OH 2 8 4' HO 3 1 5' O 7" 2" 7 O 2' 1' O 1" 3" OH 4 3 6 OH O ' OH 8" HO 4" 5 6''' 5''' 1''' 6" OH O 3''' 5" HO 2''' 4'''HO OH 13

H O 6' OH 2 4 MeO 3 1 8 ' 5' O 7" 2" 7 O 2' 1' O 1" 3" OH 4 3 6 H O ' OH 8" HO 4" 5 6''' 5''' 1''' 6" OMe O 5" HO 3''' 2''' 4''' OAc OH 14

224 ' OH 5 4' 6' 3' H 1' OMe 7' 8' 2' O H O 5 6 O 7" 2" HO O 1" 3" OH 3 2 O 4 OH 8" 4" 6" OMe 6''' 5''' 1''' O 5" HO 3''' 2''' 15 4''' HO OH

Des hydroxyphényléthanoides glycosides ne comportant pas de partie caféique ou férulique ont été trouvés dans des espèces Phlomis. La coniférine (16a) a été isolée du P. carica77, la syringénine (16b) du P. aurea16 et du P. carica77, la dihydrosyringénine (17) trouvée dans P. carica77 et le salidroside (18) isolé de P spinidens89.

MeO

R1O CH2OR2

R3 16

Produit 16 R1 R2 R3 Coniférine: 16a b-D-Glc H H Syringénine: 16b b-D-Glc H OMe

MeO O Glc GlcO CH2OMe OH HO 17 18

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230 CHAPITRE II

EXTRACTION, SEPARATION ET IDENTIFICATION DES METABOLITES SECONDAIRES DES PARTIES AERIENNES DU PHLOMIS CRINITA

I-INTRODUCTION

Comme il a été décrit dans le chapitre précédent, les principaux métabolites secondaires du genre Phlomis sont les flavonoides, les phényléthanoides et les iridoides. Nous nous intéressons à l'espèce endémique P. crinita1, dont nous allons déterminer les principaux métabolites secondaires en adoptant un protocole d'extraction basé sur des polarités croissantes afin de séparer les principes actifs de cette plante selon leur différence de polarité.

II-DESCRIPTION DES TRAVAUX

1- Matériel végétal a- Classification dans la systématique botanique Royaume : Plantes Sous royaume : Tracheobiontes Embranchement : Spermatophytes Division : Magnoliophytes Classe : Magnoliopsides Sous classe : Asteridae Ordre : Lamiales Famille : Lamiaceae Genre : Phlomis Espèce : Phlomis crinita

b- Description de l'espèce Phlomis crinita: Le mot crinita signifie "bien fourni" en italien. La plante mesure 75 cm de hauteur, ses feuilles basales font 6 à 18 mm de longueur, elles sont lancéolées ou ovales. Le pétiole fait 7 cm, les feuilles florales sont rhombiques de 2-4 x1-2.5 cm, elles sont sessiles. Bractées inférieures à 1 mm de largeur, linéaires 10-18 mm avec des poils souples dépassant 3 mm, émanant d'une base stellaire. Le calice est couvert de poils stellaires, la corrole est marron à jaune. De loin, les feuilles et les tiges ont une couleur grise. La plante a été récoltée à Djebel El-Ouahch (Constantine), à 800 m d'altitude, en juin 2000.

Phlomis crinita

231

2- Travaux d'extraction et de séparations chromatographiques :

Schéma d’extraction

Plante pulvérisée Macération dans l’eau + le méthanol Extrait alcoolique

Concentration Résidu sec Eau distillée

Extrait aqueux Epuisement par l’éther de pétrole (3x300ml) et décantation

Extrait d’éther de pétrole Extrait aqueux Epuisement par CH2Cl2 3x300ml) et décantation E xtrait du CH2Cl2 Extrait aqueux Epuisement par AcOEt (3x300ml) et décantation

Extrait à l’acétate d’éthyle Extrait aqueux Epuisement par le n- butanol (3 x 300ml) et décantation

Ext rait n- butanolique Extrait aqueux

1 kg de matière végétale (parties aériennes) subit une macération dans un mélange Méthanol - Eau (70/30) trois fois pendant (3 x 24h). Après Filtration puis évaporation de la solution presque à sec, on ajoute de l'eau distillée et on procède à des extractions successives, dans une ampoule à décanter de 2L, à l'éther de pétrole (EP), dichorométhane (DM), acétate d'éthyle (AE) et au n-butanol (but), avec des quantités de 3 x 300 ml pour chaque solvant. Les 4 extraits sont évaporés à sec puis pesés. Chaque extrait subit une chromatographie sur couche mince afin d'avoir une idée sur le nombre de produits à séparer et donc pouvoir choisir l'extrait à étudier. Notre choix s'est porté sur les phases acétate d'éthyle et butanolique.

232

a- Séparation des métabolites secondaires de la phase acétate

Le résidu est mélangé à une quantité de gel de silice puis chromatographié sur une colonne de gel de silice 60-G (35-70 mm) en utilisant un gradient de polarité croissante du système cyclohexane/ acétate d'éthyle. 12 fractions ont été récoltées. La fraction majoritaire F9 a elle aussi subi une chromatographie sur colonne de gel de silice (20-40 mm) avec gradient de polarité croissante du système cyclohexane/ acétate d'éthyle. 6 sous-fractions ont été récoltées, la sous-fraction F9-2 a conduit aux produits F1, F2

b- Séparation des métabolites secondaires de la phase butanolique

Nous avons procédé à des séparations chromatographiques sur colonne de gel de silice 60 (35-70 mm) en utilisant le dichlorométhane et un gradient croissant de méthanol. La fraction 6 (1 gramme) a été chromatographiée sur colonne de gel de silice, éluée avec l'acétone et un gradient croissant de méthanol. Nous avons récolté

14 sous-fractions dont la fraction majoritaire a conduit aux produits F1, F3. La fraction

7 (1.17 g) a subi le même traitement que la fraction 6, conduisant au produit F4.

233 3- Identification des produits isolés

a- Produit F1 i-Analyse UV-Visible :

Le produit F1 a donné une fluorescence violette sous lampe de wood. Le spectre UV effectué dans le méthanol (Tableau 1) permet d'observer 2 bandes d'absorption, 2-3 l'une à lmax = 256nm et l'autre à lmax = 346 nm indiquant un squelette de flavone . L'addition de NaOH induit un effet bathochrome (Dl = 54 nm) indiquant la présence d'un OH en 4'. L'apparition d'une nouvelle bande à lmax = 325 nm montre la présence d'un OH libre en 7. L'effet hypsochrome (Dl = - 36 nm) observé après addition de

HCl au système MeOH + AlCl3 suggère la présence d'un système 3', 4'-dihydroxy sur le cycle B. Ceci est confirmé par l'effet bathochrome (Dl = 29 nm) du spectre obtenu après addition de H3BO3 au système MeOH + AcONa. L'effet bathochrome (Dl = 38 nm) observé après addition de AlCl3 + HCl à la solution neutre indique la présence d'un OH libre en 5 (Tableau 1, schéma 1).

Tableau 1: Données spectrales UV λ max (nm) Réactifs Bande I Autres bandes Bande II MeOH 346 256 NaOH 400 325 269

AlCl3 420 271

AlCl3+HCl 384 273 NaOAc 402 269

NaOAc+H3BO3 375 260

Ces données permettent de suggérer le squelette général suivant pour le produit

F1: OH

OH HO O

OH O

234

Schéma 1: Spectres UV du produit F1

ii- Spectroscopie RMN

Le spectre RMN du proton enregistré dans CD3COCD3 à 400 MHz montre la présence de 3 doublets s’intégrant pour 3 protons, respectivement à 7.38, 6.39, 6.12 ppm (J = 2.0 Hz), caractéristiques des protons en couplage méta (H2', H8 et H6), un doublet à 6.87 ppm (J = 8.2 Hz), attribué à H5' et un doublet de doublet à 7.35 ppm (J = 8.2 et 2.0 Hz), caractéristique du proton H6' (Tableau 2).

235 1 Tableau 2: Données RMN H dans CD3COCD3 à 400 MHz δ (ppm) Intégration Multiplicité Constante de Attribution couplage J (Hz) 6.12 1H d 2.0 H6 6.39 1H d 2.0 H8 6.45 1H s - H3 6.87 1H d 8.2 H5’ 7.35 H dd 8.2 et 2.0 H6’ 7.38 H d 2.0 H2’ iii- Spectrométrie de masse Le spectre de masse enregistré en mode d'ionisation chimique permet d'observer le pic + moléculaire à m/z = 287 [M+H] correspondant à la formule brute C15H10O6. Les données spectroscopiques (UV, RMN, masse) permettent d'identifier la structure de la 5,7,3',4'-trihydroxyflavone (ou lutéoline) du produit F1: OH

OH HO O

OH O Lutéoline

1 Spectre n°1a : RMN H du produit F1

236

1 Spectre n°1b : RMN H étalé du produit F1

1 Spectre n°1c: RMN H étalé du produit F1

237

Spectre n°2 : Masse du produit F1

238

b- Produit F2 i- Spectroscopie UV-visible

MeOH + AlCl3 suggère l'absence d'un système 3', 4'-dihydroxy sur le cycle B. Ceci est confirmé par l'absence d'effet bathochrome de la bande I, après addition de H3BO3 au système MeOH + AcONa. L'effet bathochrome de la bande I (Dl = 45 nm) observé après addition de AlCl3 + HCl à la solution neutre indique la présence d'un OH libre en 5.

Tableau 3: Données spectrales UV

λ max (nm) Réactifs Bande I Autres bandes Bande II MeOH 345 270 NaOH 390 - 273

AlCl3 389 278

AlCl3+HCl 390 278 NaOAc 404 270

NaOAc+H3BO3 345 270

Ces premiers résultats permettent de suggérer le squelette général suivant pour le produit F2: OR

OH RO O

OH O

239

NaOAc MeOH AlCl3

NaOAc+H3BO3 AlCl3+HCl NaOH

Schéma 2 : Spectres UV du produit F2

ii- Spectroscopie RMN

Le spectre RMN du proton enregistré dans le DMSOd6 à 400 MHz confirme le squelette flavononique disubstitué en 3',4' et montre la présence d'un groupement méthoxy apparaissant sous forme de singulet à 3.89 ppm et d'un groupement glucosyle dont le proton anomérique est observé sous forme de doublet à

240

5.26 ppm (J= 8.0 Hz). La partie glucosidique porte un noyau coumarique dont les protons oléfiniques présentent un couplage trans (J= 17.0 Hz). Le proton H-3" du glucosyle apparaît sous forme d'un triplet (J = 9.4 Hz) à un champ inhabituellement déblindé indiquant le point de jonction du sucre avec le carboxyle de la partie coumarique.

Etude du spectre cosy homonucléaire du dérivé F2

a- dans la partie flavonique, on observe des couplages H-H entre:

- H-8 (résonant sous forme de doublet, J= 2.0 Hz) et H-6 résonant à 6.46 ppm - H-6 (résonant sous forme de doublet, J= 2.0 Hz) et H-8 résonant à 6.90 ppm - H-6' (résonant sous forme de doublet de doublet, J= 9.0 Hz et J= 2.0 Hz) et H- 5' et H-2' résonant respectivement à 6.80 et 7.58 ppm - H-5' (résonant sous forme de doublet, J= 9.0 Hz) et H-6' résonant à 7.58 ppm. - H-2' (résonant sous forme de doublet, J= 2.0 Hz) et H-6' résonant à 7.58 ppm.

Le spectre permet également d'observer 2 singulets à 6.99 ppm et 3.89 ppm, respectivement attribués au proton H-3 et aux protons du méthoxyle.

b- dans la partie glucose, on observe des couplages H-H entre: - H-1" (résonant sous forme de doublet, J= 8.0 Hz) et le protons H-2" résonant à 3.50 ppm. - H-2" (résonant sous forme de multiplet) et 2 protons H-3" et H-1" résonant respectivement à 5.06 et 5.26 ppm. - H-3" (résonant sous forme de triplet, J= 9.4 Hz) et 2 protons H-2" et H-4" résonant respectivement à 3.50 et 3.46 ppm. - H-4" (résonant sous forme de multiplet) et 2 protons H-3" et H-5" résonant respectivement à 5.06 et 3.62 ppm. - H-5" (résonant sous forme de multiplet) et les protons H-4" et H-6"A et H- 6"B résonant respectivement 3.46, 3.72 et 3.53 ppm. - H-6"A (résonant sous forme de multiplet) et H-5' et H-6"B résonant respectivement à 3.62, 3.53 ppm.

241

- H-6"B (résonant sous forme de multiplet) et H-5' et H-6"A résonant respectivement à 3.62, 3.72 ppm ;

c- dans la partie coumarique, on observe des couplages H-H entre:

- H-a (résonant sous forme de doublet, J= 17.0 Hz, isomère trans) et H-b résonant à 7.58 ppm. - H-b (résonant sous forme de doublet, J= 17.0 Hz) et H-a résonant à 6.43 ppm . - H-6"' (résonant sous forme de doublet, J= 8.0 Hz) et H-5"' résonant à 6.74 ppm . - H-5"' (résonant sous forme de doublet, J= 8.0 Hz) et H-6"' résonant à 7.69 ppm . - H-3"' (résonant sous forme de doublet, J= 8.0 Hz) et H-2"' résonant à 7.69 ppm . - H-2"' (résonant sous forme de doublet, J= 8.0 Hz) et H-3"' résonant à 6.74 ppm .

1 13 - Etude du spectre hétéronucléaire H- C du dérivé F2

a- dans la partie flavonique, on observe des couplages C-H entre:

- C-8 (résonant à 96.2 ppm) et H-8 résonant à 6.90 ppm - C-6 (résonant à 100.6 ppm) et H-6 résonant à 6.46 ppm - C-6' (résonant à 121.6 ppm) et H-6' résonant à 7.58 ppm - C-5' (résonant à 116.9 ppm) et H-5' résonant à 6.80 ppm. - C-2' (résonant à 111.4 ppm) et H-2' résonant à 7.58 ppm.

Le signal du carbonyle apparaît à 183.1 ppm.

242

b- dans la partie glucose, on observe des couplages C-H entre:

- C-6" (résonant à 61.3 ppm) et et H-6"A et H-6"B résonant respectivement à 3.72 et 3.53 ppm. - C-5" (résonant à 78.1 ppm) et H-5" résonant à 7.59 ppm. - C-4" (résonant à 68.6 ppm) et H-4" résonant à 3.46 ppm. - C-3" (résonant à 78.3 ppm) et H-3" résonant à 5.06 ppm. - C-2" (résonant à 72.3 ppm) et H-2" résonant à 3.50 ppm. - C-1" (résonant à 100.6 ppm) et H-1" résonant à 5.26 ppm.

c- dans la partie coumarique, on observe des couplages C-H entre:

- C-a (résonant à 115.9 ppm) et H-a résonant à 6.43 ppm. - C-b (résonant à 143.6 ppm) et H-b résonant à 7.58 ppm . - C-6"' (résonant à 133.7 ppm) et H-6"' résonant à 7.58 ppm . - C-5"' (résonant à 115.9 ppm) et H-5"' résonant à 6.74 ppm . - C-3"' (résonant à 115.9 ppm) et H-3"' résonant à 6.74 ppm - C-2"' (résonant à 133.7 ppm) et H-2"' résonant à 7.58 ppm - C-1"' (résonant à 126.6 ppm) et H-1"' résonant à 5.26 ppm . Les signaux des carbones quaternaires ont été attribués par analogie avec ceux des données de la littérature concernant le dérivé 3-(6"-(E)-p-coumaroyl)glucoside isolé de l'espèce Phlomis spectabilis6.

L'hydrolyse acide du produit F2 a permis de libérer le chrysoériol indiquant la présence d'un méthoxy, forcément en 3' et la partie glucosidique en 7. Les attributions finales des signaux sont dressées dans le tableau 4. Ces données sont analogues à celles du Chrysoeriol-7-b-D-(3”-(E)-p-coumaroyl)glucoside.

243

1 Tableau 4: Données RMN- H dans DMSOd6 à 400 MHz

δ (ppm) Intégration Multiplicité Constante de Attribution couplage J (Hz) 3.46 1H m - H-4" 3.50 1H m - H-2" 3.53 1H m - H-6"B 3.62 1H m - H-5" 3.72 1H m - H-6"A 3.89 3H s - OMe 5.06 1H t 9.4 H-3" 5.26 1H d 8.0 H-1" 6.43 1H d 17.0 H-a 6.46 1H d 2.0 H-6 6.74 2H d 8.0 H-3"'/H-5''' 6.80 1H d 8.0 H-5' 6.90 1H d 2.0 H-8 6.99 1H s - H-3 7.58 1H dd 9.0, 2.0 H-6' 7.58 1H d 2.0 H-2' 7.58 1H d 17.0 H-b 7.69 2H d 8.0 H-2"' et H-6"' iii- Specrométrie de masse

Le spectre de masse enregistré en mode ES+ permet d'observer le pic moléculaire à + m/z = 609 [M+H] correspondant à la formule brute C31H28O13 et l’ion 301 [M+H-p- + coumaroylglucoside] ; ce qui confirme que le produit F2 est le chrysoeriol-7-b-D-(3”- (E)-p-coumaroyl)glucoside.

244

OMe 3' HO 4' OH 6" 3''' 4" 2' H O 2''' HO 8 1 HO 4''' 5" 2" O O O 7 5' 1" 2 6' 3" OH 5''' 4 6''' H O 6 3 5 OH O

Chrysoeriol-7-b-D-(3”-(E)-p-coumaroyl)glucoside

Il faut noter que c'est la deuxième fois que le chrysoeriol-7-b-D-(3”-E-p- coumaroyl)glucoside est isolé d'une espèce du genre Phlomis, en effet il a été seulement trouvé dans l'espèce Phlomis lychnitis7.

245

1 Spectre n°3: RMN H du produit F2

246

1 Spectre n°4: RMN H étalé du produit F2

247

1 Spectre n°5: RMN H étalé du produit F2

248

13 Spectre n°6: RMN C du produit F2

249

1 1 Spectre n°7: Cosy H- H du produit F2

250

1 1 Spectre n°8: Cosy H- H étalé du produit F2

251

1 1 Spectre n°9: Cosy H- H étalé du produit F2

252

13 Spectre n°10: RMN C étalé du produit F2

253

13 Spectre n°11: RMN C étalé du produit F2

254

Spectre n°12: HETCOR du produit F2

255

+ Spectre n°13: Masse ES du produit F2

256

+ Spectre n°14: Masse ES du produit F2

257 c- Produit F3 i-Spectroscopie UV-visible :

La fluorescence violette sous lampe de wood indique un squelette flavone confirmé par le spectre UV effectué dans le méthanol permettant d'observer 2 bandes d'absorption, l'une à lmax = 257 nm et l'autre à lmax = 346. L'addition de NaOH induit un effet bathochrome (Dl = 64 nm) indiquant la présence d'un OH en 4'. L'absence d'une nouvelle bande entre 320 et 335 nm montre la présence d'un OH substitué en 7; ceci est confirmé par le faible effet bathochrome (Dl = 5 nm) observé après addition de AcONa à la solution neutre. L'effet hypsochrome (Dl = - 38 nm) observé après addition de HCl au système MeOH + AlCl3 suggère la présence d'un système 3', 4'- dihydroxy sur le cycle B. Ceci est confirmé par l'effet bathochrome (Dl = 26 nm) observé après addition de H3BO3 au système MeOH + AcONa (Tableau 5, schéma 3).

Tableau 5: Données spectrales UV

λ max (nm) Réactifs Bande I Autres bandes Bande II MeOH 346 257 NaOH 410 - 269

AlCl3 424 274

AlCl3+HCl 386 270 NaOAc 409 262

NaOAc+H3BO3 372 259

Ces données permettent de suggérer le squelette général suivant pour le produit

F3: OH

OH RO O

OH O

258

Schéma 3: Spectres UV du produit F3

1 ii- Spectroscopie RMN H dans DMSO-d6 à 400 MHz de F3

Le spectre RMN du proton enregistré dans DMS0-d6 à 400 MHz montre un signal à 12.90 ppm confirmant la présence d'un OH en 5, un doublet à 7.45 ppm (J = 2.1 Hz) et un doublet de doublet à 7.42 ppm (J = 8.4 Hz et 2.1 Hz) attribués, respectivement, à H-2’ et H-6’. L'apparition d'un doublet à 6.83 ppm (J = 8.4 Hz) et de 2 doublets à 6.43 ppm (J = 2.0 Hz) et 6.77 ppm (J = 2.0 Hz), respectivement dûs à la résonance de H- 5’, H-6 et H-8, et l'observation d'un singulet à 6.74 ppm attribué à H-3 suggèrent une structure lutéoline 7-O-substituée (Tableau 6). L'observation d'un doublet à 5.10 ppm

259 (J = 6.3 Hz) caractéristique du proton anomérique du glucose ainsi que de ses autres protons résonant entre 3.71 et 3.00 ppm conduit à l'identification de la 7-O-glucosyl luteoline. La présence du groupement glucosyle est confirmée par le spectre du C-13 qui montre la résonance de ses carbones comme suit: 100.9 (C-1”), 78.2 (C-5”), 77.4 (C-3”), 74.1 (C-2”), 70.6 (C-4”), 61.7 (C-6”).

1 Tableau 6 : Données RMN H dans DMSO-d6 à 400 MHz

δ Intégration Multiplicité Constante de Attribution (ppm) couplage J (Hz) 3-3.71 10H m - Protons Glc 5.10 1H d 6.3 H''-Glc 6.43 1H d 2.0 H6

6.74 1H s - H3

6.77 1H d 2.0 H8

6.83 1H d 8.4 H5' 7.42 1H dd 8.4, 2.1 H6’ 7.45 1H d 2.1 H2’ 12.90 1 H s - OH-5

Les données spectroscopiques (UV, RMN, masse) permettent d'identifier la structure de la 7-O-b-D-glucosyllutéoline du produit F3:

OH GlcO O

OH O 7-O-b-D-glucosyllutéoline

260 OH 3' OH 4' OH 6" 4" 2' O HO 8 1 5" 2" O O 7 5' HO 2 3" 1" 6' OH 4 6 3 5 OH O

1 Spectre n°14: RMN H du produit F3

261

1 Spectre n°15: RMN H étalé du produit F3

262

13 Spectre n°16: RMN C du produit F3

263

Spectre n°17 : Masse du produit F3

264 d- Produit F4

i- Spectroscopie RMN 1 Le spectre RMN H du produit F4 enregistré dans le DMSO d6 à 300 MHz montre la présence de 2 systèmes ABX correspondant à une partie caféique, à une partie 3,4- dihydroxyphenylethoxy (aglycone) et à des signaux caractéristiques de 2 sucres. Le multiplet apparaissant à 2.69 ppm est attribué aux protons de a-CH2 de la chaîne latérale alors que les 2 protons du b-CH2 ne sont pas équivalents et apparaissent sous forme de multuplets à 3.59 et 3.88 ppm. Le signal du proton anomérique H-1" du rhamnose apparaît à 5.03 ppm avec une petite constante de couplage alors que le doublet du méthyle est repéré à 0.95 ppm (J= 6.1 Hz). La constante de couplage JH1-

H2 = 7.8 Hz du doublet du proton anomérique du glucose résonant à 4.35 ppm indique une b-configuration. Le triplet, inhabituellement déblindé du proton H-4' du glucose, résonant à 4.70 ppm indique une jonction en C-4' avec le carboxyle de la partie caféique. La partie caféique porte 2 H oléfiniques en position trans apparaissant sous forme de doublets à 7.46 et 6.19 ppm (J= 16.0 Hz), un singulet large résonant à 7.02 ppm et un doublet à 6.76 ppm (J= 8.1 Hz) et un doublet à 6.97 ppm (J= 8.0 Hz) respectivement attribués aux protons H-2'", H-5'" et H-6'" du noyau aromatique. Ces attributions permettent d'identifier le produit F4 au verbascoside (actéoside) présentant les mêmes signaux de carbone 13 que ceux décrits dans la littérature8. ii- Spectrométrie de masse Le spectre de masse effectué en mode ES+ montre les pics pseudo-moléculaire à m/z + + = 625 [M+H] et à m/z = 647 [M+Na] correspondant à la formule brute C29H36O15 du verbascoside.

H O 6' OH 2''' ' 4 ' 7 HO 3 ''' 1''' 8''' 5 O 2 7''' O 1' O 1 OH ' 3 4''' O ' 2 8 6''' H 3 OH HO 6 5''' 5" 1" 4 OH O 5 3" HO 2" 4" HO OH

Verbascoside

265 La structure du verbascoside a été confirmée par son acétylation conduisant à son dérivé nonaacetate. 20 mg de verbascoside ont été additionnés à 2 ml d'anhydride acétique en présence de pyridine (1 ml). Après agitation, sous atmosphère inerte à 25°C pendant 48 h et évaporation à sec, sous pression réduite, on a obtenu 26 mg de 20 dérivé nonaacetate sous forme de poudre amorphe [aD] = -56° (c=1, CHCl3)].

Etude du spectre cosy homonucléaire du dérivé nonacétate

a- dans la partie glucose, on observe des couplages H-H entre:

- H-1' (résonant à 4.40 ppm, sous forme de doublet, J= 9.0 Hz) et H-2' résonant à 5.09 ppm. - H-2' (résonant à 5.09 ppm, sous forme de dd, J= 9.0 et J= 11.0 Hz) et 2 protons H-3' et H-1' résonant respectivement à 3.89 et 4.40 ppm - H-3' (résonant à 3.89 ppm, sous forme de triplet, J= 9.0 Hz) et 2 protons H-2' et H-4' résonant respectivement à 5.09 et 5.23 ppm - H-4' (résonant à 5.23 ppm, sous forme de triplet, J= 9.0 Hz) et 2 protons H-3' et H-5' résonant, respectivement à 3.89 et 3.66 ppm - H-5' (résonant à 3.66 ppm, sous forme de multiplet) et 3 protons H-4' et H- 6a,b résonant respectivement à 5.23, 4.10 et 4.17 ppm - H-6a et b (résonant à 4.10 et 4.17 ppm, sous forme multiplet) et H-5' résonant à 3.66ppm

b- dans la partie rhamnose, on observe des couplages H-H entre:

-- H-1" (résonant à 4.84 ppm, sous forme de doublet, J= 2.0 Hz) et le protons H-2" résonant à 5.04ppm. - H-2" (résonant à 5.04 ppm, sous forme dd, J= 4.0 et J= 2.0 Hz) et 2 protons H-3" et H-1" résonant respectivement à 5.11 et 4.84 ppm. - H-3" (résonant à 5.11 ppm, sous forme de dd, J= 10.0 et 3.0 Hz) et 2 protons H-2" et H-4" résonant respectivement à 5.04 et 4.96 ppm. H-4" (résonant à 4.96 ppm, sous forme de triplet, J= 9.0 Hz) et 2 protons H-3" et H-5" résonant respectivement à 5.11 et 3.82 ppm.

266 - H-5" (résonant à 3.82 ppm, sous forme de multiplet) et les protons H-4" et

CH3-6" résonant respectivement à 4.96 et 1.04 ppm.

- CH3-6" (résonant à 1.04 ppm, sous forme de doublet, J= 7.0 Hz) et H-5" résonant respectivement à 3.82 ppm.

c- dans la partie 3,4-dihydroxyphényléthoxy (aglycone), on observe des couplages H-H entre:

- H-8a (résonant à 4.11 ppm, sous forme multiplet) et les protons H-8b et CH2-7 résonant respectivement à 3.61 et 2.88 ppm.

- H-8b (résonant sous forme de multiplet) et les protons H-8a et CH2-7 résonant respectivement à 4.11 et 2.88 ppm.

- CH2-7 (résonant à 2.88 ppm, sous forme de multiplet) et les protons H-8a et H-8b résonant respectivement à 4.11 et 3.61 ppm.

d- dans la partie caféique, on observe des couplages H-H entre:

- H-7"' (résonant à 7.66 ppm, sous forme de doublet, J= 16.0 Hz, isomère trans) et H-8"' résonant à 6.36 ppm. - H-8"' (résonant à 6.36 ppm, sous forme de doublet, J= 16.0 Hz) et H-7"' résonant à 7.66 ppm . - H-6"' (résonant à 7.38 ppm, sous forme de doublet de doublet, J= 7.7 et J= 2.0 Hz) et H-5"' et H-2"' résonant respectivement à 7.24 et 7.41 ppm . - H-5"' (résonant à 7.24 ppm, sous forme de doublet, J= 7.7 Hz) et H-6"' résonant à 7.38 ppm . - H-2"' (résonant à 7.41 ppm, sous forme de doublet, J= 2.0 Hz) et H-6"' résonant à 7.38 ppm .

Les 4 singulets apparaissant à 2.28-2.34 ppm sont attribués aux 4 méthyles Ar- OAc alors que les 5 singulets observés à 1.90 - 2.15 ppm correspondent aux méthyles R-OAc.

267 + Le spectre de masse a permis d'observer l'ion moléculaire à m/z = 1020 [M+NH4] correspondant à la formule C47H54O24 du nonacétylverbascoside.

H O 6' OAc 2''' ' 4 ' 7 AcO 3 ''' 1''' 8''' 5 O 2 7''' O 1' O 1 OAc ' 3 4''' O ' 2 8 6''' H 3 OAc AcO 6 5''' 5" 1" 4 OAc O 5 3" AcO 2" 4" OAc AcO

Nonacétylverbascoside

Les attributions des signaux du verbascoside et de son dérivé nonacétate sont dressés dans le tableau 8.

Tableau 8 : Les données RMN 1H du verbascoside et du nonacétylverbascoside

d (ppm), J (Hz) (300 MHz, DMSO d6) Partie H Verbascoside Nonacétylverbascoside Cafeique 2"' 7.02 (bs) 7.41 (d, 2.0) 5"' 6.75 (d, 8.1) 7.24 (d, 8.1) 6"' 6.97 (d, 8.1) 7.38 (dd, 7.7, 2.0) H-b 7.46 (d, 15.9) 7.66(d,16.0) H-a 6.19 (d, 15.9) 6.36 (d, 16.0) Aglycone 2 6.61 (bs) 7.04 (s) 5 6.49 (d, 8.0) 7.08 (s) 6 6.63 (d, 8.0) 7.1 (s) 7 2.69 (m) 2.88 (m) 8a ,b 3.59, 3.88 4.11 et 3.61 (m) Glucose 1' 4.35 (d, 7.8) 4.40 (d, 9.0) 2' 3.22 (m) 5.09 (dd, 11.0, 9.0) 3' 3.7 (m) 3.89 (t, 9.0) 4' 4.71 (t, 9.5) 5.23 (t, 9.0) 5' 3.45 (m) 3.66 (m) 6' 3.7,3.45 4.10 (m) et 4.17 (m) Rhamnose 1" 5.03 (bs) 4.84 (d, 2.0) 2" 3.70 (m) 5.04 (dd, 4.0, 2.0) 3" 3.30 (dd, 2.5, 9.5) 5.11 (dd, 10.0, 3.0) 4" 3.13 (m) 4.96 (t, 9.0) 5" 3.36 (m) 3.82 (m) 6 0.95 (d, 6.1) 1.04 (d, 7.0)

268 La structure du verbascoside a été confirmée par comparaison de son spectre C-13 avec celui de la littérature8. On peut observer dans ce spectre les parties: Caféoyle: 129.7 (C-1'''), 115.8 (C-2'''), 149.5 (C-3'''), 146.6 (C-4'''), 116.8 (C-5'''), 122.4 (C- 6'''), 114.6 (C-b), 148.5 (C-a), 168 (C=O). Aglycone: 132.6 (C-1), 117.3 (C-2), 144.6 (C-3), 146.6 (C-4), 116.5 (C-5), 120.7 (C- 6), 70.2 (C-7), 36.05 (C-8). Glucose: 103.3 (C-1'), 75.6 (C-2'), 80.1 (C-3'), 68.5 (C-4'), 73.3 (C-5'), 61.8 (C- 6'). Rhamnose: 102.3 (C-1"), 71.3 (C-2"), 69.7 (C-3"), 72.7 (C-4"), 69.5 (C-5"), 19.2 (C- 6").

1 Spectre n°18: RMN H du produit F4

269

13 Spectre n°19a : RMN C du produit F4

270

13 Spectre n°19b: RMN C du produit F4

271

1 Spectre n°20: RMN H du dérivé nonacétate du produit F4

272

1 Spectre n°21: RMN H étalé du dérivé nonacétate du produit F4

273

1 1 Spectre n°22: Cosy H- H du dérivé nonacétate du produit F4

274

1 1 Spectre n°23: Cosy H- H étalé du dérivé nonacétate du produit F4

275 BIBLIOGRAPHIE

1. P. Quezel, S. Santa, Nouvelle flore de l'Algérie et des régions désertiques méridionales, Ed., CNRS, Paris, 1963, Vol 2. 2. K.R. Markham, Techniques of flavonoids identification. Academic press, London., 1982..

3. T.J. Mabry, K.R. Markham, M.B. Thomas, The systematic identification of flavonoids. Springer- Verlag, Berlin, 1970.. 4. B. Voirin, Phytochemistry, 1983, 22, 2107. 5. J.B. Harbone, In The flavonoids. J.B. Harbone, T.J. Mabry and H. Mabry, Chapman and Hall, London , 1975

6. R. Kumar, S. Bhan, A.K. Kalla, K.L. Dhar, Kanaya, Phytochemistry, 1985, 24, 1124. 7. F. Tomas, J.L. Nieto, F.A.T. Barberan, F. Ferreres, Phytochemistry, 1986, 25, 1253. 8. C. Andary, R. Wylde , C. Laffite, G. Privat, F. Winternitz, Phytochemistry, 1982, 21, 1123.

276

PARTIE III

ANALYSE GC/MS ET ETUDE DE L'ACTIVITE ANTI- BACTERIENNE D'HUILES ESSENTIELLES DU GENRE THYMUS

CHAPITRE I

ANALYSE GC/MS ET ETUDE DE L'ACTIVITE ANTI- BACTERIENNE DES HUILES ESSENTIELLES DU Thymus numidicus ET DU Thymus fontanesii

I- INTRODUCTION

Le thym, communément appelé "zaater" en Algérie ou Thymus en latin appartient à la famille des Lamiaceae, la tribu des Mentheae et à la sous-famille des Nepetoiedeae. Ce genre comprend près de 300 à 400 espèces. Les premiers travaux sur le thym datent de 1924 où Ronniger1 a étudié des populations britanniques de Thymus qu'il a divisées en un très grand nombre de micro-espèces. Il a été suivi par C.D. Pigott2-3, un autre expert des thyms britanniques, qui réalisa que les espèces Thymus présentaient une variation génotypes combinée à une remarquable faculté de modification phénotype qui est responsable des difficultés rencontrées dans la différentiation entre les espèces britanniques. Cette variation taxonomique est surtout distribuée en méditerranée et à l'est de l'Asie (Iran). Ces espèces sont connues pour leurs activités thérapeutiques diverses4-6. Le thym est la plante médicinale la plus utilisée en médecine traditionnelle algérienne comme expectorant, anti-tussif, antiseptique, stomachique, antispasmodique, carminatif, anthelmintique et diurétique. Il est aussi utilisé comme condiment: le thym sec, ayant subi un séchage préalable permettant sa conservation, est destiné aux grillades alors que les huiles essentielles, extraites du matériel végétal, servent d'aromatisants. En usage cosmétique, l’emploi du thym est classique dans la constitution des parfums, on trouve également, dans l’huile essentielle du thym une composante antiseptique et cicatrisante dans les produits destinés aux soins de beauté7- 8. Les études ont surtout montré l'activité anti-oxydante9-12 des espèces Thymus étudiées. Les activités, anti-microbienne13-14, spasmolytique15 et mutagénique16 (vis-à- vis de la bactérie Salmonella triphymurium) ont été établies. Des travaux récents ont montré l'activité anti-inflammatoire, due aux acides ursolique et olénolique, des espèces marocaines T. willdenowii17, T. satureioides18 et T. broussonettii19.

II- LES FLAVONOIDES ISOLES DU GENRE THYMUS

Les principaux métabolites secondaires du genre Thymus sont les flavonoides. Le genre Thymus appartient à la sous-famille des Nepetoideae réputée pour stocker des flavonoides polyméthoxylés, comme le montrent les tableaux 1-417-39. La lutéoline et la 6-hydroxylutéoline sont des chémomarqueurs des espèces Thymus, la thymusine (5,6- dihydroxy-7,8,4'-triméthoxyflavone) est aussi caractéristique de cette sous-famille40-43. Tableau 1: Les flavones agylcones (5-hydroxy-7,3',4'-substituées) isolées du genre Thymus Flavone Structure Espèce (origine) Référence Apigénine 1a T. herba-barona (Espagne) 20 T. hirtus (Algérie) 21 T. decassatus (Espagne) 22 T. webbianus Rouy (Espagne) 23 T. carnosus (Espagne) 24 T. piperella (Espagne) 25 T. membranaceus subsp. 26 membranaceus (Espagne) 27 T. longidens var. lanicaulis (Macédoine) 27 T. longidens var longidens (Macédoine) Lutéoline 1b T. vulgaris (Japon) 10 T. willdenowii (Maroc) 17 T. brousoonetti (Maroc) 19 T. herba-barona 20 T. hirtus 21 T. carnosus (Espagne) 24 T. piperella 25 T. longidens var. lanicaulis 27 T. vulgaris (Japon) 28

Chrysoériol 1c T. membranaceus subsp. 26 membranaceus Diosmétine 1d T. hirtus 21 T. piperella 25 T. longidens var. dessicatus 27 7-Méthoxyapigénine 1e T. vulgaris (Japon) 28 7,4'-Diméthoxyapigénine 1f T. vulgaris 28 7-Méthoxylutéoline 1g T. vulgaris 10 T. membranaceus subsp. 26 membranaceus T. vulgaris 28

Structure R1 R2 R3 OR3 R O O 1a H H H 1 1b H OH H 1c H OMe H 1d H OH OMe 1e Me OH Me 1 OH O 1f OMe H Me 1g OMe OH OH

Tableau 2: Les flavones glycosidiques (5-hydroxy-7,3',4'-substituées) isolées du genre Thymus

Flavone Structure Espèce (origine) Référence Apigénin-7-O-b-D- 2a T. webbianus 23 glucoside T. piperella 25 T. serpyllum (Pologne) 29 T. vulgaris (Pologne) 29 T. caucasus (ex-URSS) 30 Apigénin -7-O- 2b T. caucasus 28 glucosyl(1→2) glucoside Apigénin -7-O-(b-D- 6- 2c T. caucasus 30 caffeoylglucoside) T. serpyllum (Inde) 31 Lutéolin-7-O-b-D- 2d T. vulgaris (USA) 11 glucoside T. willdenowii 17 T. brousoonetti 19 T. webbianus 23 T. piperella 25 T. serpyllum 27 T. caucasus 28 T. vulgaris (USA) 29 T. serpyllum 29 T. vulgaris 30 T. loscosii Willk (Espagne) 32 Lutéolin-7-O-b-D- 2e T. broussonetti 19 glucuronide Lutéolin-3'-O-b-D- 2f T. willdenowii 17 glucuronide Lutéolin -7-O-(b-D- 2g T. caucasus) 29 glucosyl-6-caffeoyl glucoside) Lutéolin-7-O-b-D-xyloside 2h T. membranaceus (Espagne) 33 Lutéolin-7-O- 2i T. serpyllum 29 glucosyl(1→2)glucoside T. vulgaris 29 T. caucasus 30 Lutéolin-7-O-a-D- 2j T. membranaceus 33 (rhamnosyl(1→2) glucoside) Lutéolin-7-O-b-D-(xylosyl 2k T. membranaceus 33 (1→2) glucoside) Lutéolin-7-O-b-D- 2l T. serpyllum 29 galacto(1→2)arabinoside Diosmétin-7-O-b-D- 2m T. serpyllum 29 glucoside T. vulgaris 29

OR3 R1O O

OH O

Structure R R R 1 2 3 2a Glc H H 2b Glc-glc H H 2c 6'-caffeoyl glc H H 2d Glc 2e Glur OH H 2f OH O-Glur H 2g 6'-caffeoyl glc OH H 2h Xyl OH H 2i Glc-glc OH H 2j Rha-glc OH H 2k Xyl-glc OH H 2l Gal-ara OH H 2m Glc OH OMe

Tableau 3 : Les flavones (dérivées de l'apigénine dont les positions 6 et /ou 8 sont substituées) isolées du genre Thymus

Flavone Structure Espèce (origine) Réf. Genkwanine 3a T. herba-barona 20 T. membranaceus subsp. 26 membranaceus 8C-(hydroxybenzyl)apigénine 3b T. hirtus 21 Scultellarein-7-glucoglucuronide 3c T. serpyllum 29 Apigénin-6,8-di- C-glucoside (vicénine-2) 3d T. webbianus 23 T. piperella 25 5,4'-dihydroxy-6,7-diméthoxyflavone 3e T. herba-barona 20 (Sorbifoline) 5,6,4'-trihydroxy-7-méthoxyflavone 3f T. herba-barona 20 (Cirsimaritrine) T. piperella 25 T. membranaceus subsp. 26 membranaceus T. vulgaris 28 5,6,4'-trihydroxy-7,8-diméthoxyflavone 3g T. herba-barona 20 (Thymusine) 5,4'-dihydroxy-6,7,8-triméthoxyflavone 3h T. herba-barona 20 (Xanthomicrol ) T. membranaceus subsp. 26 membranaceus T. vulgaris 28 5,6-dihydroxy-7,4'-diméthoxyflavone (ou 3i P. piperella 25 (Ladaneine) 5,6-dihydroxy-7,8,4'-triméthoxyflavone 3j T. membranaceus subsp. 26 (Pebrelline) membranaceus 25 P. piperella

Structure R1 R2 R3 R4 R3 3a OH OMe H OH R4 R2 O 3b OH OH Benzyl -OH OH 3c Glc OH Glc OH 3d OH Glc-glur H OH R 1 3e OH OMe H OH OH O 3 3f OMe OMe H OH 3g OH OMe OMe OH 3h OMe OMe OMe OH 3i OH OMe H OMe 3j OH OMe OMe OMe

Tableau 4 : Les flavones (dérivées de la lutéoline et dont les positions 6 et /ou 8 sont substituées) isolées du genre Thymus Flavone Structure Espèce (origine) Référence 6-Hydroxy lutéoline 4a T. carnosus 24 6-Hydroxy lutéolin-7-O-glucoside 4b T. membranaceus subsp. 26 membranaceus T. loscosii Willk 32 8C-(hydroxybenzyl)lutéoline 4c T. hirtus 21 8C-(hydroxybenzyl)diosmétine 4d T. hirtus 21 5,3',4'-trihydroxy-6,7-diméthoxyflavone 4e T. herba-barona 20 (Cirsiliol ) T. piperella 25 T. vulgaris 33 5, 4'-dihydroxy-6,7,3'-triméthoxyflavone 4f T. herba-barona 20 (Cirsilinéol) T. carnosus 24 T. vulgaris 32 T. vulgaris 28 T. vulgaris ( ) 35 8-méthoxy circilinéol 4g T. herba-barona 20 T. membranaceus subsp. 26 membranaceus T. vulgaris 28 T. vulgaris 35 T. vulgaris 36 5,6,7,8,3',4'- hexahydroxy flavone 4h T. membranaceus subsp. 25 (desméthylnobiletine) membranaceus 5- hydroxy-6,7,3’,4’-tétraméthoxyflavone 4i T. membranaceus subsp. 27 membranaceus T. saturoides 37 5,3'-dihydroxy-6,7,4'-triméthoxyflavone 4j T. membranaceus subsp. 26 (Eupatorine) membranaceus 5,4'-dihydroxy-6,7,3'-triméthoxyflavone 4k T. serpyllum 7 T. vulgaris 28 T. vulgaris 35 5,6-dihydroxy-7,3',4'-triméthoxyflavone 4l T. algeriennsis 37 P. piperella 25 5,6,4’- trihydroxy-7,3’-diméthoxyflavone 4m T. decassatus 22 T. algeriennsis 38 5,6,4’- trihydroxy-7,8,3’-triméthoxyflavone 4n T. serpyllum 7 (Thymonine) T. decassatus 22 T. broussonetti 19 T. vulgaris 35 T. vulgaris 36

R4 R3 R5 R2 O

R 1 4 OH O

Structure R1 R2 R3 R4 R5 4a OH OH H OH OH 4b OH O-Glc H OH OH 4c H OH Benzyl -OH OH OH 4d H OH Benzyl -OH OH OMe 4e OMe OMe H OH OH 4f OMe OMe H OMe OH 4g OMe OMe OMe OMe OH 4h OH OH OH OH OH 4i OMe OMe H OMe OMe 4j OMe OMe H OH OMe 4k OMe OMe H OMe OH 4l OH OMe H OMe OMe OH OMe H OMe OH 4m 4n OH OMe OMe OMe OH

Tableau 5: Les flavonols isolés du genre Thymus

Flavonol Structure Espèce (origine) Référence Quercétine 5a T. vulgaris 36 8C-(hydroxybenzyl)kaempférol 5b T. hirtus 21 8C-(hydroxybenzyl)quercétine 5c T. hirtus 21

R1 OH Structure R1 R2 HO O 5a H OH OH 5b Benzyl -OH H OH O 5 5c Benzyl -OH OH

Tableau 6: Les flavanones et dihydroflavonols isolées du genre Thymus Flavanone ou Structure Espèce Référence dihydrovlavonols Naringénine 6a T. herba-barona 20 T. piperella 25 T. membranaceus 27 subsp. membranaceus Eriodictoyl 6b T. vulgaris 11 T. brousoonetti 19 T. herba-barona 20 T. webbianus 23 T. piperella 25 T. longidens 27 T. algeriensis 38 T. vulgaris 36 T. vulgaris (Japon) 39 Eriodictoyl-7-O-glucoside 6c T. willdenowii 17 Eriodictoyl-7-O-rutinoside 6d T. vulgaris 30 5,7,3',4'-trihydroxydihydro 6e T. algeriensis 34 flavonol (ou taxifoline)

R3 Structure R R R OH 1 2 3 R2O O 6a H H H 6b H H OH 6c H Glc OH R 1 6d H Rut OH OH O 6e OH H OH

L'apigénine, la lutéoline, l'ériodictyol et la naringénine ont été détectés, par chromatobgraphie HPLC, dans les espèces se trouvant en Macédoine, T. tosevii et T. longidens var. lanicaulis (Macédoine)44. Ces mêmes flavonoides, sauf l'ériodictyol qui a été remplacé par la diosmétine, ont été également observées dans les espèces T. jankae, T. patenpidus et T. tatentispilus (Macédoine)44. III- DESCRIPTION DES TRAVAUX DE SEPARATIONS ET DE DETERMINATION STRUCTURALE DES FLAVONOIDES ISOLES DE L'ESPECE THYMUS NUMIDICUS

1- Matériel végétal Les espèces constitutives de ce genre sont de détermination délicate en raison de la forte variabilité morphologique et florale et en raison de nombreuses hybridations interspécifiques.

1-a Situation du Thymus numidicus dans son contexte systématiquexx Embranchement Phamérogames Classe Dicotylédones Ordre Tribuflorales Famille Lamiaceae Sous-famille Nepetoideae Tribu Mentheae Genre Thymus Espèce numidicus

La plante a été récoltée en mai 2000 à Djebel El Ouahch, par Mr. Kamel Kabouche et a été identifiée par le professeur Gérard De Belair (Université Badji- Mokhtar, Annaba).

Caractéristiques générales du genre Thymus:

Plantes sous-ligneuses érigées ou prostrées, inflorescences verticillés, feuilles plus ou moins contractées. Calice tubuleux à deux lèvres, la lèvre supérieure à trois dents, l’inférieure à deux. Corolle plus ou moins exerte à deux lèvres, à 2 et 3 lobes. Etamines 4 saillantes plus ou moins divergentes. carpelles lisses.

Caractéristiques de l'espèce T. numidicus Poiret: Tiges érigées, plante buissonnante, feuilles en général lancéolées, 2-5 fois plus longues que larges. Feuilles florales nettement plus larges. Fleurs roses sessiles ou presque.

2- Extraction

1 Kg de matière végétale (parties aériennes) subit une macération dans un mélange Méthanol - Eau (70/30) trois fois pendant (3 x 24h). Après Filtration puis évaporation de la solution presque à sec, on ajoute de l'eau distillée et on procède à des extractions successives, dans une ampoule à décanter de 2L, à l'éther de pétrole (EP), dichorométhane (DM), acétate d'éthyle (AE) et au n-butanol (but), avec des quantités de 3 x 300 ml pour chaque solvant. Les 4 extraits sont évaporés à sec, puis pesés.

: Schéma 1: protocole d’extraction

Plante pulvérisée Macération dans l’éthanol + le méthanol Extrait alcoolique

Concentration Résidu sec Eau distillée

Pb (OAc)2

Extrait aqueux Epuisement par l’éther de pétrole (3x300ml) et décantation

Extrait d’éther de pétrole Extrait aqueux Epuisement par le dichlorométhane (3x300ml) et décantation

E xtrait du CH2Cl2 Extrait aqueux Epuisement par l’acétate d’éthyle (3x300ml) et décantation

Extra it à l’acétate d’éthyle Extrait aqueux Epuisement par le n- butanol (2 x 200ml) et décantation

Ext rait n- butanolique Extrait aqueux

Les solutions des différentes phases sont évaporées à sec et les extraits obtenus ont les masses suivantes : - Extrait de la phase éther de pétrole : 8g - Extrait de la phase dichlorométhane : 2.268 g - Extrait de la phase acétate d’éthyle: 5.823 g - Extrait butanolique : 10 g a- Etude de l’extrait acétate d’éthyle

On s’est intéressé à l’extrait de la phase acétate à cause de sa richesse en produits. On a mélangé 5.8g de cet extrait avec 3g de gel de silice dont la granulométrie est (0.035- 0.07µm) afin d’obtenir un échantillon sous forme de poudre, celui-ci est déposé sur une colonne de 4 cm de diamètre remplie avec 300g de gel de silice. L’élution était réalisé avec un système de solvant (CH2Cl2, Acétone, MeOH) de polarité croissante. Des fractions de 50 ml sont recueillies dans des Erlens. Le suivi de la composition est effectué par CCM sur gel de silice avec des plaques de support en plastique. Le tableau 2 montre la collection des fractions de 50ml.

Tableau 6 : Fractions obtenues de la chromatographie sur colonne de l’extrait acétate d’éthyle du Thymus numidicus

Eluant Fractions % CH2Cl2 % CH3COCH3 % MeOH 100 0 0 [1-21] 99.5 0.5 0 [22-60] 99 1 0 [61-67] 98.5 1.5 0 [68-90] 98 2 0 [91-115] 97 3 0 [116-119] 96 4 0 [120-147] 91 9 0 [148-162] 90 10 0 [163-171] 95 0 5 [172-179] 93 0 7 [180-219] 90 0 10 [220-225] 0 0 100 [226-232]

Le regroupement des fractions est effectué selon la similitude des plaques CCM de ces fractions.

FA = F1-10 FG = F125-129 FM = F213-216

FB = F11-21 FH = F130-147 FN = F217-225

FC = F22-59 FI = F148-180 FO = F226-227

FD = F60-95 FJ = F181-186 FP = F228-229

FE = F96-109 FK = F187-208 FQ = F230-232

FF = F110-124 FL = F209-212 .

ii- Etude de la fraction FL

L’examen par CCM de la fraction FL met en évidence la présence de plusieurs substances révélées sous une lumière U.V à 254 nm et 365 nm. Cette fraction dont la masse est 0.314g est solubilisée dans le dichlorométhane auquel sont ajoutées quelques gouttes de méthanol, puis chromatogrphiée sur colonne de gel de silice. L’élution était faite avec un système de solvant (CH2Cl2 – MeOH) avec des proportions différentes. La fraction majoritaire est purifiée sur plaques CCM préparatives conduisant au produit F1.

3- Résultats et interprétations

Le produit F1 présente une fluorescence bleue clair sous UV et un Rf de 0.952 dans le système : acétate d’éthyle- acide formique -eau (8.1.1) Le spectre de RMN du proton de ce produit indique qu'il appartient à la famille des polyphényles et acides glycosylés ; car il présente les signaux caractéristiques appartenant à l’acide cafféique (3 protons aromatiques formant un système ABX et 2 protons oléfiniques) et au 3,4-dihydroxyphényléthanol (3 protons aromatiques d’un système ABX couplés au méthylène). Les données de la RMN du proton du composé 1 sont présentées dans le tableau 7.

Partie RMN 1H

Cafféique dppm, multiplicité HO 3 2 O a 2 7.05 (d) HO 4 1 O b 4 5 6.78 (d) 5 6 6 6.96 (dd)

α 6.23 (d)

β 7.57 (d)

Aglycone

2 6.67 (d) OR 2 3 5 6.65 (d) a 1 4 OH 6 6.54 (dd) O b 5 6 α 3.73 (m)

β 2.77 (t)

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I-INTRODUCTION

L'aromathérapie a pour objet de renforcer et stimuler les systèmes de défenses naturelles présents dans chaque organisme. Dans son application générale, son utilisation vise la prévention de la maladie.

L'aromathérapie utilise des extraits de certaines plantes, que l'on appelle des huiles essentielles. Elles sont obtenues par distillation de vapeur d'eau, extraction ou pressurisation de la matière odorante prélevée sur les plantes (feuilles, fleurs ou racines). On utilise des huiles essentielles végétales ou des essences aromatiques que l'on emploie par massage, inhalation ou ingestion afin d'obtenir les effets recherchés. Elles exercent un effet harmonisateur sur le plan physique, psychique et mental. De nos jours, il est généralement admis que nos attitudes mentales peuvent affecter la santé de notre corps et que de nombreuses maladies ont une origine psychosomatique. L'une des propriétés les plus remarquables des essences est leur pouvoir d'améliorer l'humeur. Par exemple, le basilic est tout indiqué quand on est surmené ou quand il faut se concentrer. Le jasmin, l'ylang-ylang et la rose sont des essences aptes à remonter le moral.

L'aromathérapie trouve ses lettres de noblesse depuis près de 60 siècles, des écrits font état de son emploi en médecine traditionnelle dans pratiquement toutes les civilisations. De toutes les senteurs utilisées, celle de la rose est une des plus vieilles et des mieux connues, elle a traversé les âges. Depuis les temps les plus anciens, l'homme a été intrigué par les principes odorants de cette fleur aux multiples facettes. Si les premières représentations de la rose datent de plusieurs millénaires avant notre ère, il semblerait que son rôle et sa signification aient largement évolué au cours des siècles. D’abord magique puis mystique, la rose joue aussi un rôle important dans la médecine. En Egypte, sous le règne de Ramsès II, des extraits de rose étaient utilisés dans le rituel de momification. Sans doute importée par les Macédoniens au IVème siècle ou par les Perses, dans la civilisation égyptienne, la rose est vénérée en tant qu’élément à la fois magique et utile. Ainsi, des bouquets de roses ont été découverts intacts dans le sarcophage du pharaon Toutankhamon.

Au premier siècle de notre ère, Dioscorides et Pline conseillaient, pour soigner de nombreuses maladies, l’infusion dans du vin de pétales de roses séchés. Ce remède était censé guérir les maux de tête, les infections de l’oeil et de l’oreille, les gingivites,

277 les hémorroïdes, etc.. L’essence de rose chaude soignait, quant à elle, les troubles du sommeil, la nausée et était utilisée pour traiter les lésions cérébrales. La rose était employée par les Romains sous plusieurs formes. En poudre, elle servait à arrêter la transpiration après un bain (Sauna), les notables se parfumaient avec les pétales. Enfin, lors des célèbres festins de Néron, des roses pleuvaient sur les convives en même temps que jaillissaient des fontaines de l’eau de rose.

Désireux de s'approprier cette fragrance, l'homme a cherché à développer des techniques d'extraction le lui permettant. Il a tout tenté, de la macération dans les graisses chaudes aux techniques plus modernes comme les alambics à vapeur. Les pommades à base de rose étaient extrêmement populaires dans la Rome Antique. La première référence sur la distillation de l’huile essentielle de rose est connue dans la chronique d’HARIB en l’an 901, traduite dans la littérature espagnole, italienne et allemande, au XVème et XVIème siècle. A cette époque, la Perse était encore le principal producteur d’eau de rose.

Il est vrai que de tous les temps, l'homme a été fasciné par la rose mais cela ne l'a pas empêché de jeter son regard vers d'autres plantes aromatiques dont les essences entraient dans des compositions servant à la médication ou à l'embaumage.

Les huiles essentielles se rencontrent dans tout le règne végétal cependant, elles sont particulièrement abondantes chez certaines familles : Conifères, Rutacées, Ombellifères, Myrtacées, Labiées. Tous les organes peuvent en renfermer, surtout les sommités fleuries (Labiées) mais on en trouve dans les racines ou rhizomes (Vétiver, fruits (Poivres), les graines (Muscade), les écorces (Cannelles), le bois (Camphrier). Parmi les plantes à essences, se trouvent des antiseptiques surtout employés dans la maladie des voies respiratoires (Eucalyptus, Niaouli) ou urinaires (Buchu), des eupeptiques et carminatifs, des stimulants du système nerveux central pouvant être convulsivants à haute dose (Anis, Badiane), des vermifuges, (Tanaisie, Chénopode vermifuge).

Les plantes de la famille des Labiées (Lamiaceae) ont été utilisées depuis très longtemps. L'huile de Lavande est utilisée en parfumerie, les fleurs séchées sont mises en sachets pour parfumer les vêtements et le linge. La Lavande sert également à éloigner les mites et les moustiques. L'Origan, souvent considéré comme forme

278 sauvage de la marjolaine, est l'ornement odorant des montagnes. D'ailleurs le terme d'origan provient de deux mots grecs "oros" et "genos", c'est-à-dire "éclat des montagnes. Il se trouve dans la plupart des pays du bassin méditerranéen. En Algérie, on l'appelle "Ziitra". Les propriétés antiseptiques de la marjolaine (Origan marjorana) la rendaient sacrée à Osiris en Egypte où on l'utilisait pour embaumer les momies alors que dans la Rome antique elle servait de remède contre les maladies nerveuses et les migraines, son huile essentielle était recommandée pour ses propriétés calmantes, antiseptiques, stomachiques et expectorantes1. Aujourd'hui, elle est surtout utilisée en parfumerie, savonnerie et comme condiment. La première étude d'identification des composants de l'huile essentielle de la marjolaine des jardins2 date de 1898 et de 1906 où Biltz puis Wallach et Boedecker ont identifié l'a-pinène, l'a-terpinéol et le terpinén-4-ol comme composants de cette huile. Il a fallu attendre l'année 1961 où Nicoletti et all.3 identifièrent, par chromatographie sur colonne d'une essence de marjolaine, l'acétate de linalyle (8%) et l'hydrate de sabinène (9%). Plus tard, Ikedaz et al.4 caractérisèrent une série de monoterpènes: a-pinène, a-thujène, camphène, myrcène etc.. L'origan "Ziitra" est très proche du thym "Zaatar", d'ailleurs, ces plantes sont souvent confondues. En 1893, J. Briquet5 classa le Thym dans la famille des Labiées. L'espèce la plus répandue, le Thymus vulgaris, présente elle-même, selon la provenance géographique, des variations considérables dans la composition de son huile essentielle. Le thym est renommé pour ses vertus culinaires. Les égyptiens l'utilisaient pour embaumer leurs momies, les Romains s'en servaient pour aromatiser leurs fromages et pour soigner les épilepsies. On lui reconnaît des propriétés toniques, stimulantes, stomachiques, antispasmodiques et pectorales. Au Maroc, les plaies infectées sont soignées par de l'huile d'olive dans laquelle du thym a été mis à macérer. L'essence de thym entre dans la composition de bains de bouche, sirops contre la toux, dentifrices etc… En gastronomie, le thym entre dans la composition de bouquets garnis. La première étude sur la composition de l'huile essentielle de thym date de 1719 où Newman6 parvint à isoler le thymol, appelé en 1754 "camphre du Thym" par Cartheuser6. En 1853, Lallemand6 caractérisa le pinène, le p-cymène, le thymol et le carvacrol. En 1958, Rovesti6 caractérisa le thymol (50%), le p-cymène (25%) et le linalol (4 à 5%) dans l'huile essentielle du Thymus serrulatis se trouvant dans les plateaux éthiopiens. Cependant, ces résultats sont sujets à caution du fait des moyens simples et sans précision d'analyses de l'époque.

279

Aujourd'hui, les huiles essentielles sont analysées par chromatographie gazeuse couplée à la masse assistée par ordinateur, avec les moyens les plus performants de caractérisation et d'identification des composants.

II- APERCU BIBLIOGRAPHIQUE SUR LES HUILES ESSENTIELLES DU GENRE THYMUS

1- Introduction sur le genre Thymus

Le thym est la plante médicinale la plus utilisée en médecine traditionnelle algérienne comme expectorant, antitussif, antiseptique, stomachique, antispasmodique, carminatif, anthelmintique et diurétique. Il est aussi utilisé comme condiment: le thym sec, ayant subi un séchage préalable permettant sa conservation, est destiné aux grillades alors que les huiles essentielles, extraites du matériel végétal, servent d'aromatisants. En usage cosmétique, l’emploi du thym est classique dans la constitution des parfums, on trouve également, dans l’huile essentielle du thym une composante antiseptique et cicatrisante dans les produits destinés aux soins de beauté35-36. Les études ont surtout montré l'activité anti-oxydante37-39 des espèces Thymus étudiées. Les activités, anti-microbienne22,40, spasmolytique41 et mutagénique42 (vis-à-vis de la bactérie Salmonella triphymurium) ont été établies. Les

280 principaux métabolites secondaires du genre Thymus sont les flavonoides. Le genre Thymus appartient à la sous-famille des Nepetoideae réputée pour stocker des flavonoides polyméthoxylés. Les huiles essentielles du genre Thymus ont fait l’objet d’un grand nombre d’études. Nous avons classé ces huiles en fonction de leurs composants majoritaires. Nous avons distingué 3 groupes principaux (Tableaux 1-3, ref. 9, 14, 17-20, 24, 43-61). Le premier groupe comprend les huiles dont le thymol et/ou le carvacrol figurent parmi les composants majoritaires (Tableau 1). Le deuxième groupe est représenté par les huiles dont les pourcentages en thymol et/ou carvacrol sont inférieurs à 5 (Tableau 2). Le troisième groupe concerne les huiles dont les composants sont peu communs (Tableau 3).

a- D'après le tableau 1, représentant les composants majoritaires (% ≥ 5), incluant le thymol et/ou carvacrol, on distingue 2 cas:

· les espèces T. algeriensis43 (Algérie), T. pubescens18 (Iran) et T. vulgaris47 (France) sont composées uniquement de thymol et/ou carvacrol.

· Les pourcentages les plus élevés en thymol et/ou carvacrol, en p- cymène, en g-terpinène et/ou 1,8-cinéole ont été observés pour les espèces T. pectinatus14 (Turkie), T. longicaulis24 (chémotypes a et b, distribués en Turkie), T. vulgaris45 (Italie), T. piperella49 (Espagne), T. zygis50 (subsp. sylvetris, Espagne) et T. Tosevii52 (macédoine). Pour cette espèce, le linalol a été observé en pourcentage supérieur à celui du g- terpinène pour la sous-espèce substriatus alors que le bornéol se trouve en plus grande quantité que le g-terpinène, le linalol et le p-cymène dans l'huile de la sous-espèce tosevii.

b- Dans le tableau 2, représentant les huiles essentielles dont le thymol et/ ou carbacrol ne figurent pas parmi les composants majoritaires (% < 5), on distingue plusieurs cas:

281 § Le 1,8-cinéole correspond au pourcentage le plus élevé dans les huiles des espèces espagoles T. funkii57, T. aesticus57, T. bactius57 et yougoslave T. ciliatopubescens60.

§ Le pourcentage le plus élevé en bornéol a été obtenu dans les huiles des espèces T. carnosus54 (3 chémotypes dsitribués au Portugal) et T. pseudoatticus60 (Yougoslavie).

§ Le linalol se trouve en pourcentage le plus élevé dans les huiles des espèces T. pulvinus24 (Turkie) et T. villosus subsp. lustinicus55 (chémotype b, se trouvant en Espagne). Le linalol est aussi un composant majoritaire de l'huile du T. macedonicus51 (Macédoine) en présence du l'acétate de terpényle, du nérol et de l'acétate de géranyle qui se trouve en pourcentage le plus élevé dans cette huile.

§ L'huile essentielle du T. camphoratus57 (Espagne) est plus riche en terpinen-4-ol qui est aussi un représentant majoritaire de l'huile essentielle d'un chémotype du T. carnosus54.

§ Le trans-caryophyllène se trouve en pourcentage le plus élevé dans l'huile du T. balcanus60, il est aussi un des composants majoritaires de l'huile du T. pseudoatticus60. c- Dans le Tableau 3, la composition, récemment décrite61, d'huiles essentielles de 7 chémotypes de l'espèce T. proceox subsp. articus, distribués dans les îles britanniques et dans les pays nordiques voisins sont très différentes de celles fréquemment rencontrées dans les Tableaux 1 et 2. Seule l'huile essentielle du chémnotype T. proceox subsp. articus du sud de l'Angleterre contient du linalol mais elle est majoritairement composée d'hédycaryol qui est aussi l'un des composants principaux des huiles de du chémotype croissant aux îles britanniques, en Ecosse et en Irlande. Les huiles essentielles des chémotypes se trouvant au Gröenland, en Islande et au Norvège sont exclusivement représentées par le linalol + l'acétate de linalyle.

282

II- DESCRIPTION DES TRAVAUX D'EXTRACTION ET D'ANALYSE DES HUILES ESSENTIELLES DU T. numidicus POIRET ET DU T. fontanesii BOISS. & REUT.

Caractéristiques générales du genre Thymus:

Embranchement Phamérogames Classe Dicotylédones Ordre Tribuflorales Famille Lamiaceae Sous-famille Nepetoideae Tribu Mentheae Genre Thymus Espèce numidicus a-2.Caractéristiques de l'espèce T. numidicus Poiret:

286

Tiges érigées, plante buissonnante, feuilles en général lancéolées, 2-5 fois plus longues que larges. Feuilles florales nettement plus larges. Fleurs roses sessiles ou presque.

L’espèce T. numidicus est endémique au nord Algérien, elle a été récoltée en mai 2000 à Djebel El Ouahch, par Mr. Kamel Kabouche et a été identifiée par le professeur Gérard De Belair (Université Badji-Mokhtar, Annaba).

T. numidicus Poiret b- Thymus fontanesii b-1.Classification dans la systématique

Embranchement Phamérogames Classe Dicotylédones Ordre Tribuflorales Famille Lamiceae Tribu Satureies Genre Thymus Espèce fontanesii b-2. Caractéristiques de l'espèce Thymus fontanesii: Calice à 5 dents toutes longuement subulées, bien plus longues que le tube, à lèvre supérieure divisée dans son tiers supérieur. Tiges dressées robustes. Feuilles oblongues-

287

lancéolées entières et glabres, rarement hispides. Inflorescence plus ou moins interrompues vers le bas. Fleurs blanches ou pâles à peine plus longues que le calice. .

Thymus fontanesii Boiss.& Reut

La plante a été récoltée en mai 2000 à Zighoud Youcef, Constantine

2-Extraction

100g de fleurs de Thymus sont hydrodistillés dans un Clevenger, conformément à la « british pharmacopeia »63, durant 3h. L'huile essentielle obtenue, de couleur jaune foncé et d'odeur très agréable, est conservée à +4°C jusqu'à son analyse en GC et GC/MS c.

3-Analyses GC et GC/MS

3-a. Analyses GC

Les analyses GC ont été effectuées sur un chromatographe Perkin-Elmer équipé de 2 FIDs, un port d'injecteur vapeur dans lequel sont installées 2 colonnes de polarités différentes: Une colonne DB-1 (30 m x 0.25 mm i.d., épaisseur de film 0.25 mm) et une colonne DB-Wax (30 m x 0.25 mm i.d., épaisseur de film 0.25 mm). La température du four étant programmée de 45 à 175°C à une vitesse de 3°C min-1, puis à une vitesse de

288

15°C min-1 lorsque la température atteind 300°C, elle est enfin maintenue isotherme pendant 15 min à 300°C (gas vecteur, He).

3-b. Analyses GC/MS

Les analyses GC/MS ont été effectuées sur un appareil Perkin-Elmer équipé d'une colonne DB-1 (30 m x 0.25 mm i.d., épaisseur de film 0.25 mm) ayant comme interface un détecteur à trappe d'ions (ITD; software 4.1). Les paramètres MS étant: - température de trappe d'ions: 220°C - rapport split :1:40 - potentiel d'ionisation: 70 ev - ionization: 60mA - bande de scans: 40-300 u - temps de scan: 1s.

Les composants de l'huile essentielle ont été identifiés par comparaison de leurs indices de rétention (RI) relatifs aux n-alcanes C9-C17 et à leurs MS avec les données (Librairies NIST et WILEY) correspondantes ainsi qu'aux spectres donnés par la littérature64-66.

4- Résultats et discussion

4-a. Composition de l'huile essentielle du T. numidicus 40 composants, représentant 99.7% de l'huile essentielle du T. numidicus, ont été identifiés (chromatogramme 1). Cette huile est majoritairement composée de thymol (68.2 %), carvacrol (16.9%) et de linalol (11.5%) (Tableau 4). La prédominance de composés phénoliques est en accord avec les résultants obtenus pour les huiles dont les composants majoritaires sont rassemblés dans le tableau 1, telles que l'huile du T. zygis subsp. gracilius50 et plus particulièrement l'huile de l'espèce T. tosevii52 dans laquelle les pourcentages en thymol étaient de 43.85 % dans la sous-espèce Toseii et de 35.76 % dans la sous-espèce substriatus, le linalol a également été trouvé comme composant majoritaire (13.98 % et 32.89 %), dans les deux sous-espèces respectives.

289

Tableau 4: Composition de l'huile essentielle du Thymus numidicus Composé pourcentage Indice de rétention

α-pinène t 930 camphène _ 938

1-octen-3-ol 0.1 961 b-pinène t 963 myrcène _ 975

3-octanol _ 993 p-cymène 1.0 1003 limonène t 1009

γ-terpinène 0.3 1035 trans-linalyloxide t 1085 trans- sabinène hydrate 0.3 1037 cis- sabinène hydrate t 1066 linalol 11.5 1074 camphor t 1095 bornéol 0.1 1134 isobornéol t 1136

α-terpinéol 0.3 1159 dihydrocarvéol t 1170 cis-carvéol _ 1189 carvone _ 1206 thymol 68.2 1275 carvacrol 16.9 1286 eugénol t 1327 a-cubébène _ 1345 a-copaène _ 1375

290

b-bourbonène _ 1379 a-humulène 0.3 1447 g-muurolène t 1469 germacrène D 0.1 1474 b-silène t 1485 a-muurolène 0.1 1494 a-farnésène t 1508 d-cadinène _ 1522 caryophyllene oxide 0.3 1561 spathulénol _ 1577 inconnu t 1585 cubenol _ 1600 a-cadinol 0.1 1626 a-bisabolol 0.1 1656 myrcénylacétate t 1675

Il faut noter qu'à notre connaissance, basée sur une étude bibliographique complète et très actualisée, l'huile essentielle du T. numidicus, présente les plus hauts pourcentages en thymol + carvacrol (68.2 + 16.9 %), jamais observés, dans une huile essentielle d'espèce Thymus.

4b- Composition de l'huile essentielle du T. fontanesii

De manière analogue à l'étude de l'huile précédente, nous avons identifié, 15 composants représentant 99.4% de l'huile essentielle (chromatogramme 2) majoritairement composée de thymol (67.8 %), g-terpinène (15.9%), p-cymène (13.0%) et de carvacrol (1.7%) (Tableau 5). Il apparaît que, comme pour l'huile essentielle du T. numidicus, les composants prédominants de l'huile essentielle du T. fontanesii sont des composés phénoliques mais leur pourcentages sont un peu inférieurs à ceux de la première huile.

291

Tableau 5: Composition de l'huile essentielle Thymus fontanesii

Composé Pourcentage Indice de rétention

α-thujène 0.1 927 α-pinène t 934 1-octen-3-ol t 978 myrcène 0.2 989 a-terpinène 0.1 1017 p-cymène 13.0 1028 limonène 0.1 1030 γ-terpinène 15.9 1063 cis- sabinène hydrate t 1070 linalol 0.3 1101 4-terpinéol 0.1 1179 a-terpinéol 0.1 1199 Thymol méhyl ether t 1236 thymol 67.8 1328 carvacrol 1.7 1286 t = trace ≤ 0.3 %

D'après le tableau comparatif (Tableau 6) des composants majoritaires des huiles des 2 espèces, il apparaît que celle du T. numidicus est plus riche en thymol + carvacrol, ceci permet de prévoir une meilleure activité anti-bactérienne de l'huile du T. numidicus, sachant que le thymol est un très bon agent anti-bactérien.

Tableau 6: Composants majoritaires (%≥ 5) des huiles essentielles du T. fontaneisii et du T. numidicus

Composant % T. fontanesii T. numidicus

p-Cymène 13.0 1.0

γ-Terpinene 15.9 0.3

Linalol 0.3 11.5

Thymol 67.8 68.2

Carvarol 1.7 16.92

292

GC de l’huile essentielle du Thymus numidicus

293

GC de l’huile essentielle du Thymus fontanesii

294

III- EVALUTATION DE L'ACTIVITE ANTI-BACTERIENNE DES HUILES ESSENTIELLES DU T. numidicus ET DU T. fontanesii

L'activité anti-bactérienne des huiles essentielles du T. numidicus et du T. fontanesii a été testée, par la méthode de diffusion sur disques67, vis-à-vis des microorganismes suivants: Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853, Escherichia coli ATCC 25922, Klebsiella pneumoniae, Proteus mirabilis, Staphylococcus aureus ATCC 25923, Streptococcus a-hemolitic, Serratia, enterobacter aerogenes et Bacillus subtilis. Les souches portant un code proviennent de l'Institut Pasteur, celles qui ne sont pas reférencées proviennent de malades du CHUC (ponctions de malades atteints d'ascite, pus etc…). Les travaux ont été réalisés au service de bactériologie (CHUC Benbadis).

a- Activité anti-bactérienne comparative des huiles essentielles du Thymus numidicus et du Thymus fontanesii

Comme le montre le tableau 7, toutes les souches ont répondu positivement, les diamètres d'inhibition les plus grands ont été observées avec l'huile du T. numidicus vis- à-vis de Bacillus subtilus (72 mm), Staphylococcus aureus (66 mm), Enteroacter aerogenes (60 mm), Klebsiella pneumoniae (50 mm) et Escherichia coli (48 mm) alors que l’huile essentielle du Thymus fontanesii a manifesté une meilleure activité vis-à-vis de de Proteus mirabilis (75 mm), Staphylococcus aureus (54 mm) et Klebsiella pneumonia (52 mm).

295

Tableau 7: Activité antibactérienne (zones d’inhibition) des huiles essentielles du Thymus numidicus et du Thymus fontanesii

Microrganisme Zones d'inhibition (mm) Ampicilline Thymus Thymus 10 mg/ml numidicus fontanesii 128 mg/ml 128 mg/ml Bacillus subtilus 14 72 38

Enterobacter aerogenes 60 44 -

Escherichia Coli ATCC 18 48 28 25922 Klebsiella pneumoniae 14 50 52

Proteus mirabilis 16 32 75

Pseudomonas aeruginosa 34 26 - ATCC 27853 Salmonella tiphymurium 26 - - Serratia marcescens 8 46 42 Staphylococcus aureus 30 66 54 ATCC 25923

L’excellente inhibition des souches testées est confirmée par l'antibiogramme de la Concentration Minimale Inhibitrice (Tableau 8). Nous avons comparé l'activité antibactérienne des huiles essentielles des deux espèces Thymus fontanesii68 et Thymus numidicus69avec l'activité antibactérienne d'huiles essentielles d'espèces algériennes appartenant à la famille des Lamiaceae qui sont le Teucrium polium susb. aurasiacum70 (récolté à Ain Mlila), Teucrium atratum71 (cultivé au Sahara) et le Rosmarinus officinalis72 (cultivé au Sahara). Les résultats ont montré que les huiles essentielles des espèces Thymus possèdent le meilleur effet bactéricide73.

296

Tableau 8: Activité antibactérienne (CMI) des huiles essentielles du Thymus numidicus et du Thymus fontanesii

Microrganisme CMI (mg/ml) Ampicilline Thymus Thymus numidicus fontanesii Bacillus subtilus 4 32 32

Enterobacter aerogenes - 0.016> 0.016>

Escherichia Coli ATCC 128 0.016> 0.016> 25922 Klebsiella pneumoniae >128 0.016> 0.016>

Proteus mirabilis >128 0.032 0.032

Pseudomonas aeruginosa 64 64 - ATCC 27853 Staphylococcus aureus 16 32 32 ATCC 25923

CONCLUSION

L'huile essentielle du Thymus numidicus a manifesté une meilleure activité antibactérienne vis-à-vis des souches testées avec des zones d'inhibition jamais observées pour une espèce de la famille des Lamiaceae. Cela est probablement dû au pourcentage élevé en thymol + carvacrol (68.20 + 16.92 %). Hormis l’huile essentielle du Thymus numidicus, l’huile essentielle du Thymus fontanesii possède la meilleure activité antibactérienne comparée à d’autres huiles du genre et même de la famille des Lamiaceae rapportées par la littérature.

297

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59. L.R. Salgueiro, R. Vila, F. Tomi, X. Tomas, S. Caniguera, J. Casanova, A. Proença Da Cunha, T. Adzet, Phytochemistry, 1997, 45, 1177.

60. A. Schmidt, C. Stahl-Biskup, Biochem. Syst. & Ecol., 2004, 32, 409. 61. D. Kustrak, Z. Martinis, J. Kuftinec, N. Blazevic, Flav.& Fragr. J., 1990, 5, 227. 62. P. Quezel, S. Santa, Nouvelle Flore de l'Algérie et des Régions Désertiques Méridionales. C.N.R.S., Paris, 1962, 805. 63. British Pharmacopoeia, HMSO, London, 2, A-137-A138, 1998. 64. R.P. Adams, Identification of Essential Oil Components by Gas Chromatography / Mass Spectroscopy, Allured Publishing Co., Carol Stream IL , 1995. 65. F.W. Mclafferty, D.B. Stauffer, The Important Peak Index of the Registry of Mass Spectral Data, John Wiley & Son, New York,1991. 66. A.A. Swigar, R.M. Silverstein,. Monoterpenes- Infrared, Mass Proton-NMR, Carbon-NMR Spectra and Kovats Indices, Aldrich Chemical Company Inc. Madison, 1981.

67. NCCLS. Performance standards for antimicrobial disk susceptibilities tests. Villionova, PA, USA: Approch Standard NCCLS Publication M2-A5, 1993.

301

68. A. Ghannadi, E. Sejjadi, A. Kabouche, Z. Kabouche. Z. Naturforsch. C, 2004, 59c (1-2), 187. 69. A. Kabouche, Z. Kabouche, C. Bruneau,. Flavour & Fragrance Journal, 2005, 20, 235-236. 70. A. Kabouche, O. Touafek, A. Nacer, Z. Kabouche, J. Essent. Oil Res., 2005, (accepted). 71 A. Kabouche, Z. Kabouche, A. Ghannadi, E.S. Sejjadi, J. Essent. Oil Res., 2005, (accepted). 72. A. Kabouche, O. Touafek, A. Nacer, Z. Kabouche, C. Bruneau, J. Essent. Oil. Res., 2005, (accepted). 73. Z. Kabouche, N. Boutaghane, S. Laggoune, A. Kabouche, Z. Ait-Kaki, K. Benlabed, International Journal of Aromatherapy, 2005 (In press).

302

Tableau 1: Composants majoritaires (% ≥ 5.0, incluant le thymol et/ou carvacrol) d'huiles essentielles d'espèces Thymus

Composé (%) T. T. algeriensis T. T. T. T. T. T. vulgaris T. vulgaris T. T. eigii willdenowii (Algérie)43 pubescens serpyllum pulegioides capitatus vulgaris (Canada)46 (France)47 vulgaris (Grèce)9 (Algérie)43 (Iran)18 (Iran)18 (Italie)44 (Italie)20 (Italie)45 a b (Grèce)19 p-cymène 15.2 20.68 11.3 4-5 21.0 16.3 20.8 23.5 13.0 g-terpinène 22.69 13.8 10.5 linalol 6-26 13.3 bornéol Terpinèn-4-ol 21.8 5.1 thymol 15.1 62.7 78.8 13.88 13.68 39.1 44.1 9.5 18.1 61.0 30.7 63.6 30.6 carvacrol 51.3 48.75 81-83 8.9 29.0 26.1

a: T. longicaulis susp. chaubardis var. chaubardis (chémotipe 1); b: T. longicaulis susp. chaubardis var. chaubardis (chémotype 2) c: T. longicaulis susp. longicaulis var. subisophyllus

Composé (%) T. serpyloides subsp T. piperella T. zygis T. T. longicaulis T. T. spathuli T. tosevii T. tosevii serpylloides (Espagne)49 (Espagne)50 pectinatus (Turkie)24 zygioides folium Velen (Macédoine)52 (Espagne) 48 sylv. gracilius (Turkie)14 a b c (Turkie)24 (Turkie)17 (Bulgarie)51 Toseii substs 1989 1990 p-cymène 10.85 12.17 43.27 44.82 36.41 27.63 14.8 14.38 9.8 10.0 9.35 5.16 1,8-cinéole 10.95 g-terpinène 13.13 11.19 13.98 9.29 16.1 11.3 9.1 6.3 9.35 5.22 linalol 5.10 6.41 32.89 bornéol 6.4 6.0 13.98 Terpinèn-4-ol thymol 22.96 29.93 34.18 49.8 42.8 56.1 7.0 36.9 36.5 11.43 43.85 35.76 carvacrol 49.97 62.50 15.76 60.0 29.8 Terpényl acétate 43.59 géraniol 22.8 nérol 11.72

283 Tableau 2: Composants majoritaires (% ≥ 5.0, excluant le thymol et/ou carvacrol) d'huiles essentielles d'espèces Thymus

Composé (%) T. caespititus T. carnosus T. villosus sub. T. wilkomii T. funkii T. aesticus T. bactius (Portugal)53 (Portugal)54 lusitinicus (Esp)55 (Espagne)56 (Espagne)57 (Espagne)58 (Espagne)59 a-pinène 5.52 5.3 10.0 camhène 7.0 6.0 11.5 7.64 5.75 . 5.4 b-pinène 6.8 p-cymène 6.0 9.1 8.5 cis-sabinène hydrate 10.6 8.5 10.0 1,8-cinéole 47.6 62.8 14.4 g-terpinène 39.6 6.8 14.94 13.81 16.7 linalol 12.83 18.24 5.3 Terpinèn-4-ol 12.2 10.0 8.0 7.7 a-terpinéol 39.6 66.2 30.6 bornéol 29.1 28.0 23.1 29.0 7.2 Camphre 25.63 14.18 27.0 10.0 a-terpényl acétate 12.9

Composé (%) T. glabrescens T. camphoratus T. balcanus T. ciliatopubescens T. pseudoatticus T. macedonicus T. pulvinus (Espagne)60 Esp57 Port59 (Yougoslavie)60 (Yougoslavie) 60 (Yougoslavie)60 (Macédoine)51 (Turkie)24 a-pinène 9.0 5.64 8.82 camphène 9.3 b-pinène 7.3 7.3 12.48 cis-sabinène hydrate 5.5 1,8-cinéole 29.0 12.0 18.0 6.7 linalol 12.2 12.94 27.9 Terpinèn-4-ol 29.3 bornéol 6.0 8.0 14.88 a-terpényl acétate 17.3 8.7 Trans-caryophyllene 22.4 10.45 b-cubébène 29.3 9.95 géranyl acétate 30.0 nérol 14.25

284 Tableau 3: Composants majoritaites d'huiles essentielles de chémotypes de l'espèce T. praecox subsp. articus61

Composé (%) Iles Ecosse Irlande Sud de Grôenland Islande Norvège britanniques l'Angleterre linaloo 9.0 hedycaryol 24.0 14.0 25.0 33.0 b-caryophyllene 5.0 Germacren-1(10)4-dien-6-ol 18.0 21.0 46.0 9.0 a-cadinol/hedycaryol 8.0 T-cadinol/hedycaryol 6.0 10.0 linalool/linalyl acétate 22.0 39.0 94.0 90.0 100.0 Germacren-1(10)4-die-4-ol 8.0 Trans-nérol 6.0 10.0

285 Tableau 5: Zones d'inhibition (mm) de l'activité anti-bactérienne de l'huile essentielle du Thymus fontanesii

Bactérie Zones d'inhibition (mm) ATB ATB/2 ATB/4 ATB/8

Bacillus subtilus 38 32 28 24 Enterobacter aerogenes 44 50 44 32 Escherichia Coli ATCC 25922 28 22 20 18 Klebsiella pneumoniae 52 36 26 26 Proteus mirabilis 75 50 45 26 Pseudomonas aeruginosa 26 20 18 16 ATCC 27853 Serratia 42 36 30 30 Staphylococcus aureus 54 44 40 34 ATCC 25923

Tableau 6: Composants majoritaires (%≥ 5) des huiles essentielles du T. fontaneisii et du T. numidicus

Composant T. fontanesii T. numidicus %

p-Cymene 13.0 1.0

γ-Terpinene 15.0 0.3

Linalool 0.3 11.5

Thymol 67.8 68.2

Carvarol 1.7 16.92

P A R T I E E X P E R I M E N T A L E

APPAREILS UTILISES

RMN: Spectrophotomètres Brucker (250, 300, 400 MHz) S.M: Spectromètres Nermag R10-10 masse 2000, LC-MS type Esquire-LC IR: Spectrophotomètre Shimadzu IR-470 UV: Spectrophotomètres Beckman DU-600 Points de fusion (P.F): Büchi Electrothermal GC/MS: Hewlett Packard 6890

CARACTERISATIONS

PARTIE 1: Etude phytochimique des racines de Salvia jaminiana et Salvia barrelieri

1- Produits isolés des racines de Salvia jaminiana

6,7-Déhydroroyléanone (1): C20H26O3. Cristaux oranges. P.F. : 162-164°C (CCl4).

[a]D= - 500°.

UV (MeOH) lmax nm (loge): 261 (2.83), 330 (2.54), 461 (0.25) -1 IR (KBr): nmax (cm ): 3435 (OH), 2964, 2927, 2940, 2860, 1699, 1637, 1539, 1475, 1419, 1380, 1284, 1284, 912, 715. + + + SMHR: Ionisation chimique, m/z: 332 [MNH4] , 314 [M] , 299 [M-15] , 271 [M- 43]+, 258. 1 RMN H: (300 MHz,CDCl3 ), Tableau 10 13 RMN C: (75.5MHz, CDCl3), Tableau 11

Cryptanol (2): C20H28O3. Produit minoritaire.

UV (MeOH) lmax nm (loge): 261.5 (3.32), 333.8 (2.06. -1 IR (KBr): nmax (cm ): 3475 (OH), 3415, 3361, 2940, 2880, 2860, 1550, 1506, 1377, 1338, 1299, 1255, 1166, 765, 715.. + + + SMHR: Ionisation chimique, m/z: 334 [MNH4] , 316 [M] , 301[M-15] .

Ferruginol: Poudre amorphe.

UV (MeOH) lmax nm (loge): 261 (2.83), 330 (2.54), 461 (0.25)

303 -1 IR (KBr): nmax (cm ): 3480 (OH), 2980, 2960, 2850, 1605, 1580, 1520, 1480, 1450, 1150, 1080. 1 RMN H: (400MHz, CDCl3), dppm: 6.84 (1H, s, H-11), 6.64 (1H, s, H-14), 4.48 (1H, s, 12-OH), 3.11 (1H, sept, H-15), 1.25 (3H, d, J=7.3 Hz, Me-17), 1.23 (3H, d, J=7.3 Hz, Me-16), 1.17 (3H, s, Me-20), 0.94 (3H, s, Me-18), 0.92 (3H, s, Me-19)

Microstégiol (3): C20H26O2. P.F. : 69-70°C (CCl4). [a]D= +415 (CHCl3, c=0.1)

UV (MeOH) lmax nm (loge): 246 (4.16), 251 (4.15), 337 (4.01) -1 IR (KBr): nmax (cm ): 3425 (OH), 2964, 2920, 1651 (C=O), 1640, 1595, 1562 1475, 1392, 1375, 1211, 1091, 1024, 966, 804, 713. SMHR: IE, m/z: 298 [M]+, 283 [M-15]+, 230, 229, 227, 213, 201, 185, 165, 141, 1 RMN H: (300 MHz, CDCl3 ), Tableau 12 13 RMN C: (75.5 MHz, CDCl3), Tableau 13

b-sitostérol (4): C29H50O. P.F. : 140-142°C (EtOH). [a]D= - 37° (CHCl3, c=2) GC/MS: m/z: 414 [M]+ 1 RMN H: (300 MHz, CDCl3 ), Tableau 14 13 RMN C: (75.5 MHz, CDCl3), Tableau 15

Campestérol (5): C28H48O. Produit minoritaire GC/MS: m/z: 400 [M]+

Stigmastérol (6): C28H49O. Produit minoritaire GC/MS: m/z: 412 [M]+

6-Hydroxysalvinolone (7): C20H26O4. Prismes jaunes, P.F.: 205-207°C (CCl4). [a]D=

+42° (CHCl3, c=0.1)

UV (MeOH) lmax nm (loge): 341.2 (2.65); 287.4 (2.71), 250.1 (3.26). -1 IR (KBr): nmax (cm ): 3522 (OH), 3383, 3240, 2962, 2872, 1635, 1583, 1564 SMHR: Ionisation chimique, m/z: 330 [M]+, 315 [M-15]+, 302, 287, 274, 261, 260 (100), 245, 233, 219, 203.

304 1 RMN H: (300 MHz, CDCl3 ), δppm: 7.73 (1H, s, H-14), 3.06 (1H, sept, J = 7Hz, H- 15), 2.96 (dd, J = 14.3, 6.5, 2.5 Hz; H-1β), 1.68 ( 3H, s, H-20), 1.47 (3H, s, H-18), 1.46 3H, s, H-15), 1.32 (3H, d, J = 7Hz, H-17), 1.30 (3H, d, J = 7Hz, H-16) 13 RMN C: (75.5 MHz, CDCl3), Tableau 17

2- Produits isolés des racines de Salvia barrelieri

7-a-Acétoxyroyléanone (8): C22H30O5. P.F. : 211-213°C, [a]D= - 12.4° (CHCl3, c=1)

UV (MeOH) lmax nm (loge): 246 (4.16), 251 (4.15), 337 (4.01) -1 IR (KBr): nmax (cm ): 3415, 3291, 2962, 2872, 1717, 1659, 1634, 1603, 1456, 1375, 1342, 1269, 1244, 1209, 1157, 1024, 949, 900. SMIE: m/z: 374 [M]+, 334, 333, 332, 314, 299, 281, 271, 258, 245, 231, 229, 217, 1 RMN H: (250 MHz, CDCl3 ), Tableau 18 13 RMN C: (62.9 MHz, CDCl3), Tableau 19

12-Méthoxy-7-acétoxyroyléanone.(9) inédit: C23H32O5. SMIE: m/z: 388 [M]+, 371, 346, 328, 313, 285, 257, 243, 229, 203, 187, 167, 149. 1 RMN H: (250 MHz, CDCl3 ), Tableau 20a 13 RMN C: (62.9 MHz, CDCl3), Tableau 20b

Horminone (10): C20H28O4. Cristaux oranges P.F. : 172-174°C (MeOH). [a]D= -130°

(CHCl3, c=1)

UV (MeOH) lmax nm (loge): 246 (4.16), 251 (4.15), 337 (4.01) -1 IR (KBr): nmax (cm ): 3425 (OH), 2964, 2940, 2940, 1651 (C=O), 1640, 1595, 1562, 1465, 1387, 1375, 1210, 1090. SMHR: IE, m/z: 332 [M]+, 314, 299, 289, 261, 243, 231, 219, 195, 168, 167, 149, 83, 1 RMN H: (250 MHz, CDCl3 ), Tableau 21a 13 RMN C: (62.9 MHz, CDCl3), Tableau 21b

11,14-dihydroxy-12-méthoxy-6-oxoabiéta-8,11,13-triène (11) inédit: C21H30O4 SMIE: m/z: 346 [M]+, 331, 313, 289, 275, 263, 261, 249, 235, 233, 207, 187, 167, 149, 135, 109, 91, 83, 69, 55.

305 1 RMN H: (250 MHz, CDCl3 ), Tableau 22 13 RMN C: (62.9 MHz, CDCl3), Tableau 23

12-méthoxy-7-oxoroyléanone (12) inédit: C21H28O4 SMIE: m/z: 344 [M]+, 329, 311, 273, 261, 247, 233, 207, 167, 149, 135, 115, 91. 1 RMN H: (250 MHz, CDCl3 ), Tableau 24 13 RMN C: (62.9 MHz, CDCl3), Tableau 25

Royléanone (13): C20H28O3. Cristaux oranges. P.F.: 182-184°. [a]D= +134 (CHCl3, c=1)

UV (MeOH) lmax nm (loge): 275 (4.2), 285 (4.1), 401 (2.8) -1 IR (KBr): nmax (cm ): 3450, 2980, 2850, 1670, 1600, 1580, 1470, 1380, 1170, 1050. SM: m/z: 316 [M]+, 301 [M-15]+, 273 [M-43]+, 246, 245, 231, 219, 205, 189, 149. 1 RMN H: (250 MHz, CDCl3 ), Tableau 26 13 RMN C: (62.9 MHz, CDCl3), Tableau 27

PARTIE 2: Etude phytochimique des parties aériennes du Phlomis crinita

Lutéoline (F1): C15H10O6, P.F.: 329-331°C (EtOH)

UV (MeOH) lmax nm : 256, 346. SMIC: m/z: 287 [M+H]+, 257, 235, 219, 193, 121, 106, 88. 1 RMN H: (400 MHz, CDCl3 ), Tableau 2

Chrysoeriol-7-b-D-(3”-E-p-coumaroyl)glucoside (F2): C31H28O13.

UV (MeOH) lmax nm (loge): 270, 294sh, 318, 355sh. -1 IR (KBr): nmax (cm ): 2980, 2934, 1732, 1650, 1452, 1375, 1290, 1169, 1128, 1080, 1035, 1013. MS (ES+): m/z: 647 [M+K]+, 631 [M+Na]+, 609 [M+H]+, 301[M+H-p- coumaroylglucoside]+, 385, 367, 341, 301, 283, 275, 267, 261, 236, 219, 197, 158. 1 RMN H: (300 MHz, DMSO-d6), Tableau 4 13 RMN C: (75.5 MHz, DMSO-d6), dppm: 166.6 (C-2), 104.6 (C-3), 183.2 (C-4), 162.2 (C-5), 100.6 (C-6), 163.8 (C-7), 96.2 (C-8), 159.8 (C-9), 106.6 (C-10), 122.4 (C-1'), 111.4 (C-2'), 152.0 (C-3'), 149.2 (C-4'), 116.9 (C-5'), 121.6 (C-6'), 100.6 (C-

306 1"), 72.3 (C-2"), 78.4 (C-3"), 68.6 (C-4"), 78.0 (C-5"), 61.4 (C-6"), 126.6 (C-1'''), 133.7 (C-2''' et C-6'''), 155.9 (C-3''' et C-5'''), 158.0 (C-4'''), 115.9 (C-Ha), 143.6 (C- Hb), 166.6 (COO ester).

Lutéoline 7-O-b-D-glucoside (F3): C21H20O11, P.F.: 239-242°C (EtOH)

UV (MeOH) lmax nm : 257, 346. SMHR: Ionisation chimique m/z: 449 [M+H]+, 287, 180, 146, 134, 106, 92. 1 RMN H: (300 MHz, CD3OD), Tableau 6 13 RMN C: : (75.5 MHz, CD3OD), dppm: 165.6 (C-2), 104.2 (C-3), 182.0 (C-4),162.2 (C-5), 100.6 (C-6), 164.0 (C-7), 95.7 (C-8), 158.0 (C-9), 106.4 (C-10), 122.4 (C-1'), 114.6 (C-2'), 146.8 (C-3'), 151.0 (C-4'), 117.0 (C-5'), 120.2 (C-6'), 100.9 (C-1"), 74.2 (C-2"), 77.4 (C-3"), 70.6 (C-4"), 78.2 (C-5"), 61.6 (C-6").

Verbascoside (F4): C29H34O15, P.F.: 208°C (dec.) (H2O)

UV (MeOH) lmax nm (loge): 270, 294sh, 318, 355sh. -1 IR (KBr): nmax (cm ): 2980, 2934, 1732, 1650, 1452, 1375, 1290, 1169, 1128, 1080, 1035, 1013. MS (ES+): m/z: 648 [M+Na]+, m/z: 625 [M+H]+ 1 RMN H: (300 MHz, DMSO-d6), Tableau 8 13 RMN C: : (75.5 MHz, DMSO-d6), dppm: 132.6 (C-1), 117,3 (C-2), 146.0 (C-3), 144.6 (C-4), 116.5 (C-5), 120.6 (C-6), 70.2 (C-7), 36.0 (C-8), 103.3 (C-1'), 75.6 (C- 2'), 80.1 (C-3'), 69.5 (C-4'), 73.3 (C-5'), 61.8 (C-6'), 102.2 (C-1"), 71.4 (C-2"), 71.3 (C-3"), 72.7 (C-4"), 69.7 (C-5"), 19.2 (C-6"), 126.9 (C-1'''), 115.8 (C-2'''), 146.6 (C- 3'''), 149.5 (C-4'''), 116.5 (C-5'''), 122.4 (C-6'''), 114.6 (C-7'''), 148.5 (C-8'''), 168.0 (CO).

Nonacétylverbascoside: C47H54O24, Poudre amorphe. [a]D= -56° (CHCl3, c=0.1)

UV (MeOH) lmax nm : 281 -1 IR (KBr): nmax (cm ): 1750, 1645, 1428. 1 RMN H: (300 MHz, DMSO-d6), Tableau 8.

307 CONCLUSION GENERALE

Nos travaux ont concerné des espèces du genre Salvia, Phlomis et Thymus, appartenant à la famille des Lamiaceae largement, répandue en Algérie. Cettte famille comprend près de 300 genres et 4000 espèces. Le genre Salvia a fait l’objet d’un grand nombre d’études. Les travaux ont montré la présence de flavonoides et de terpénoides dans les parties aériennes et de diterpénoides dans les racines des espèces étudiées. Nous avons inventorié 535 diterpénoides rapportés d’espèces Salvia, largement distribuées au Mexique, en Turquie, en Espagne et en Chine. On en compte près de 900 espèces dont 275 sont distribuées en Amérique, 90 en Turquie et 23 en Algérie. Dans une revue sur les diterpénoides du genre Salvia, nous avons classé ces diterpénoides en 2 catégories. La première comprend un diterpène monocyclique et des diterpène bicycliques du type labdane, clérodane, néo-clérodane et clérodanes réarrangés. La deuxième catégorie est constituée de diterpènes tricycliques et tétracycliques comprenant les pimaranes et les abiétanes incluant les abiétanes quinone, les nor-abiétanes, les nor-abiétane réarrangés, les dinor-abiétanes, les séco- abiétanes, les tanshinones et d’autres abiétanes de réarrangements particuliers. Les diterpènes du type clérodane sont principalement répartis dans les espèces américaines alors que les diterpènes du type abiétane se trouvent dans les espèces auropéennes et asiatiques. Les diterpènes sont les métabolites secondaires responsables des activités biologiques diverses des Salvia et plus particulièrement l’activité anti-tumorale mise en évidence pour des espèces turques et chinoises.

Nos travaux d’extraction continue au Soxhlet, dans l’acétone à reflux, des racines de l’espèce endémique Salvia jaminiana, suivie de séparations chromatographiqies (CC, CCM), nous ont permis d’isoler et d’identifier, grâce aux techniques d’analyses spectroscopiques (IR, UV, RMN, Masse), 3 stérols (sitostérol, campestérol, stigmastérol) et 5 diterpénoides ::

1- 6,7-Déhydroroyléanone (isolé de 11 espèces) 2- Cryptanol (isolé de 14 espèces) 3- Microstégiol (isolé de 10 espèces) 4- Ferruginol (isolé de 35 espèces) 5- 6-hydroxysalvinolone (isolé de 4 espèces)

308

Le traitement analogue des racines de l’espèce endémique S. barrelieri a conduit à la séparation et l’identification de 6 diterpénoides dont 3 sont inédits :

1- Royléanone (isolé de 16 espèces) 2- 7-Acétoxyroyléanone (isolé de 30 espèces) 3- 12-Méthoxy-7-acétoxyroyléanone (inédit) 4- 12-Méthoxy-7-oxoroyléanone (inédit) 5- 11,14-dihydro-12-méthoxy-6-oxoabiéta-8,11,13-triène (inédit) 6- Horminone (isolé de 31 espèces).

Ces 11 diterpènes, isolés des deux espèces Salvia, possèdent tous un squelette du type abiétane caractéristique des espèces méditerranéennes. Il faut aussi signaler ques les diterpènes trouvés dans l’espèce S. barrelieri dérivent du roylénone excepté le dérivé inédit, le 11,14-dihydro-12-méthoxy-6-oxoabiéta-8,11,13-triène.

Les racines de S. jaminiana ont manifesté une bonne activité antibactérienne vis-à-vis de Bacillus subtilus, Staphylococcus aureus et Streptococcus a-hemolytic. Il faut signaler que la forte inhibition de croissance des souches de Bacillus subtilus est observée pour la première fois pour une espèce Salvia.

Le genre Phlomis, moins diversifié que le genre Salvia, comprend près de 100 espèces dont 4 croissent en Algérie. Les flavonoides, les phényléthanoides et les iridoides sont les principaux métabolites secondaires de ce genre. Ces métabolites sont responsables d’activités diverses des espèces Phlomis (antinociceptive, antimicrobienne, anti-oxydante, anti-tumorale etc..).

Nos travaux d’extraction liquide-liquide de la partie aérienne de l’espèce endémique Phlomis crinita, suivie de séparations chromatographiques successives (CC, CCM), nous ont permis d’isoler et d’identifier, grâce aux techniques d’analyses spectroscopiques (IR, UV, RMN, Masse), 3 flavonoides et 1 phényléthanoide :

309 1- Lutéoline 2- Lutéolin-7-O-b-D-glucoside 3- Chrysoeriol-7-b-D-(3”-(E)-p-coumaroyl)glucoside (isolé d’une seule espèce, P. lychnitis). 4- Verbascoside

La structure du verbascoside a été confirmée par son acétylation conduisant au nonacétylverbascoside parfaitement identifié grâce à la RMN Cosy 1H-1H.

Le genre Thymus est très répandu en méditerranée. L’Algérie en compte 23 espèces dont 12 endémiques. Les flavonoides sont les principaux métabolites de ce genre. L’huile essentielle du thym était surtout utilisée en cosmétiques (parfumerie) et comme aromate culinaire mais, depuis peu, l’huile essentielle de thym est aussi utilisée en aromathérapie comme agent antimicrobien etc…

L’analyse GC et GC/MS des huiles essentielles des espèces endémiques Thymus numidicus et Thymus fontanesii a montré que la première huile est majoritairement composée de thymol (68.2%), de carvarol (16.92%) et de linalol (11.5%) alors que les composants majoritaires de la deuxième huile sont : le thymol (68.2%), le γ-terpinene (15.9%) et le p-cymène (13.0%).

L'huile essentielle du Thymus numidicus a manifesté une excellente activité antibactérienne vis-à-vis de Bacillus subtilus (72 mm), Staphylococcus aureus (66 mm), Enteroacter aerogenes (60 mm), Klebsiella pneumonia (50 mm) et Escherichia coli (48 mm) alors que l’huile essentielle du Thymus fontanesii a très fortement inhibié la croissance des souches de Proteus mirabilis (75 mm), Staphylococcus aureus (54 mm) et Klebsiella pneumonia (52 mm). Cela est probablement dû au pourcentage élevé en thymol + carvacrol (68.20 + 16.92 %). Il faut signler que c’est la première fois qu’une huile essentielle d’espèce Thymus manifeste une telle activité antibactérienne.

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A N N E X E

1 Spectre RMN H du ferruginol (400 MHz, CDCl3)

1 Spectre RMN H étalé du ferruginol (400 MHz, CDCl3)

ﻣﻠﺨﺺ : ان ﻋﺎﺋﻠﺔ اﻟﺸﻔﻮﯾﺎت ﻣﻨﺘﺸﺮة ﺑﻜﺜﺮة ﻓﻲ اﻟﺠﺰاﺋﺮ، ﺣﯿﺚ ان ﺟﻨﺲ Salvia ھﻮ اﻻﻛﺜﺮ وﺟﻮدا ب 23 ﻧﻮﻋﺎ ﺑﯿﻨﻤﺎ ﯾﺸﻤﻞ ﺟﻨﺲ Thymus 15 ﻧﻮﻋﺎ ﺣﯿﺚ 13 ﻣﻨﮭﺎ ’endemiques ’ و ﯾﺤﺘﻮي ﺟﻨﺲ Phlomis ﻋﻠﻰ 4 اﻧﻮاع ، 3 ﻣﻨﮭﺎ ’endemiques ’ ادت اﺷﻐﺎﻟﻨﺎ اﻟﻤﺘﻤﺜﻠﺔ ﻓﻲ اﺳﺘﺨﻼص ﺟﺬور ,Salvia jaminiana و اﻟﻔﺼﻞ اﻟﻜﺮوﻣﺎﺗﻮﻏﺮاﻓﻲ اﻟﻤﺘﺘﺎﻟﻲ ( ﻋﻤﻮد ، ﻃﺒﻘﺔ رﻗﯿﻘﺔ ) اﻟﻰ ﻋﺰل و اﻟﺘﻌﺮف ﻋﻠﻰ 3 ﺳﺘﺮوﻻت ;sitosterol) campesterol; stigmasterol) و5 ﺛﻨﺎﺋﻲ ﺗﺮﺑﯿﻨﺎت ;6,7-dehydroroyleanone; cryptanol; microstegiol ) ferruginol; 6-hydroxysalvinolone).

ادت اﻟﻤﻌﺎﻟﺠﺔ اﻟﻤﻤﺎﺛﻠﺔ ﻟﺠﺬور Salvia barrelieri اﻟﻰ ﻋﺰل و اﻟﺘﻌﺮف ﻋﻠﻰ 6 ﺛﻨﺎﺋﻲ ﺗﺮﺑﯿﻨﺎت royleanone; 7-a-acetoxyroyleanone; horminone; 12-methoxy-7-a-) acetoxyroyleanone; 12-methoxy-7-oxoroyleanone; 11,14-dihydro-12-methoxy-6- oxoabiéta-8,11,13-triene) ﺣﯿﺚ ان اﻟﺜﻼﺛﺔ اﻻﺧﯿﺮة اﻟﺬﻛﺮ ﺟﺪﯾﺪة . اﻇﮭﺮت ﺟﺬور Salvia jaminiana ﻓﻌﺎﻟﯿﺔ ﺟﯿﺪة ﺿﺪ اﻟﺒﻜﺘﯿﺮﯾﺎ اﻟﺘﺎﻟﯿﺔ : ,Bacillus subtilus Staphylococcus aureus and Streptococcus a-hemolytic. ) GC/MS ) و اﻟﻤﺰدوج ﻣﻊ اﻟﻜﺘﻠﺔ ( GCﺑﯿﻦ اﻟﺘﺤﻠﯿﻞ اﻟﻜﺮوﻣﺎﺗﻮﻏﺮاﻓﻲ ﻓﻲ اﻟﻄﺮاز اﻟﺜﺎﻧﻲ ( Thymus numidicus Thymus fontanesiti ﻟﺰﯾﻮت اﻟﻨﻮﻋﯿﻦ Linalol و (Thymol (68.2%) ،Caravol (16.92%ان اﻟﺰﯾﺖ اﻻوﻟﻰ ﻣﺘﻜﻮﻧﺔ اﺳﺎﺳﺎ ﻣﻦ -Thymol (68.2%) ، g ، ﺑﯿﻨﻤﺎ اﻟﻤﺮﻛﺒﺎت اﻻﺳﺎﺳﯿﺔ ﻟﻠﺰﯾﺖ اﻟﺜﺎﻧﯿﺔ ھﻲ : (11.5%) .(p-cymène (13.0% و (terpinene(15.9% اﻇﮭﺮ اﻟﺰﯾﺖ اﻻﺳﺎﺳﻲ ﻟﻠﻨﻮع Thymus numidicus ﻓﻌﺎﻟﯿﺔ ﻣﻤﺘﺎزة ﺿﺪ اﻟﺒﻜﺘﯿﺮﯾﺎ اﻟﺘﺎﻟﯿﺔ: Bacillus subtilus (72 mm), Staphylococcus aureus (66 mm), Enteroacter aerogenes (60 mm), Klebsiella pneumonia (50 mm) and Escherichia coli (48 mm). ﻛﻠﻤﺎت ﻣﻔﺘﺎﺣﯿﺔ: Lamiaceae, Salvia,Phlomis,Thymus ﻓﻼﻓﻮﻧﯿﺪات ،ﺛﻨﺎﺋﻲ ﺗﺮﺑﯿﻨﺎت ، ﻓﻌﺎﻟﯿﺔ ﺿﺪ اﻟﺒﻜﺘﯿﺮﯾﺎ، زﯾﺖ اﺳﺎﺳﻲ. RESUME

La famille des Lamiaceae est largement distribuée en Algérie. Le genre Salvia, le plus répandu, comprend 23 espèces, le genre Thymus compte 14 espèces dont 12 sont endémiques alors que le genre Phlomis, le moins diversifié, comprend 4 espèces dont 3 sont endémiques. Nos travaux d’extraction des racines de l’espèce endémique Salvia jaminiana, suivie de séparations chromatographiqies (CC, CCM), nous ont permis d’isoler et d’identifier 3 stérols (sitostérol; campestérol; stigmastérol) et 5 diterpénoides (6,7- déhydroroyléanone; cryptanol; microstégiol; ferruginol; 6-hydroxysalvinolone). Le traitement analogue des racines de l’espèce endémique S. barrelieri a conduit à la séparation et à l’identification de 6 diterpénoides (royléanone; 7- acétoxyroyléanone; horminone; 12-méthoxy-7-acétoxyroyléanone; 12-méthoxy-7- oxoroyléanone; 11,14-dihydro-12-méthoxy-6-oxoabiéta-8,11,13-triène), les 3 derniers étant inédits. Les racines de S. jaminiana ont manifesté une bonne activité antibactérienne vis-à-vis de Bacillus subtilus, Staphylococcus aureus et Streptococcus a-hemolytic. Nos travaux d’extraction liquide-liquide de la partie aérienne de l’espèce endémique Phlomis crinita, suivie de séparations chromatographiques successives (CC, CCM), nous ont permis d’isoler et d’identifier 3 flavonoides (lutéoline, lutéolin-7-O-b-D-glucoside, chrysoeriol-7-b-D-(3”-(E)-p-coumaroyl)glucoside) et un phényléthanoide (verbascoside) L’analyse GC et GC/MS des huiles essentielles des espèces endémiques Thymus numidicus et Thymus fontanesii a montré que la première huile est majoritairement composée de thymol (68.2%), de carvacrol (16.92%) et de linalol (11.5%) alors que les composants majoritaires de la deuxième huile sont : le thymol (68.2%), le γ-terpinene (15.9%) et le p-cymène (13.0%). L'huile essentielle du Thymus numidicus a manifesté une excellente activité antibactérienne vis-à-vis de Bacillus subtilus (72 mm), Staphylococcus aureus (66 mm), Enteroacter aerogenes (60 mm), Klebsiella pneumonia (50 mm) et Escherichia coli (48 mm). Mots clés: Lamiaceae; Salvia; Phlomis; Thymus; flavonoides; diterpenoides; phényléthanoides; activité antibactérienne; huile essentielle. ABSTRACT

The Lamiaceae family is widely distributed in Algeria. The Salvia genera, the most widespread one, includes 23 species, the Thymus genera ranks 15 species of which 13 are endemic while th Phlomis genera, the less diversified one, includes 4 species of which 3 are endemic. Our works about the extraction of the roots of the endemic species Salvia jaminiana, followed by the chromatographic separations (CC, TLC) permitted us to identify 3 sterols (sitosterol; campesterol; stigmasterol) and 5 diterpenoids (6,7- dehydroroyleanone; cryptanol; microstegiol; ferruginol; 6-hydroxysalvinolone). The analogous treatment of the roots of the endemic species Salvia barrelieri leaded to the separation and the identification of 6 diterpenoids (royleanone; 7-a- acetoxyroyleanone; horminone; 12-methoxy-7-a-acetoxyroyleanone; 12- methoxy-7-oxoroyleanone; 11,14-dihydro-12-methoxy-6-oxoabiéta-8,11,13- triene) of which the last 3 ones are new. The roots of S. jaminiana exhibited a good antibacterial activity against Bacillus subtilus, Staphylococcus aureus and Streptococcus a-hemolytic. Our works about the liquid-liquid extraction of the aerial parts of the endemic species Phlomis crinita, followed by the successive chromatographic separations (CC, CCM), permitted us to isolate and identify 3 flavonoids (luteolin; lutéolin-7-O- b-D-glucoside, chrysoeriol-7-b-D-(3”-(E)-p-coumaroyl)glucoside) and one phenylethanoid (verbascoside) The GC and GC/MS analyses of the essential oils of the endemic species Thymus numidicus and Thymus fontanesii showed that the first oil was mainly represented with thymol (68.2%), carvarol (16.92%) and linalol (11.5%) while the major components of the second oil were thymol (68.2%), γ-terpinene (15.9%) and p- cymene (13.0%). The essential oil of Thymus numidicus exhibited an excellent antibacterial activity against Bacillus subtilus (72 mm), Staphylococcus aureus (66 mm), Enteroacter aerogenes (60 mm), Klebsiella pneumonia (50 mm) and Escherichia coli (48 mm). Keywords: Lamiaceae; Salvia; Phlomis; Thymus; flavonoids; diterpenoids; phenyléthanoids; antibacterial activity; essential oil..